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HINTERGRUND
DER ERFINDUNG
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Diese
Anmeldung beansprucht den Vorteil des frühren Anmeldedatums einer vorläufigen US-Patentanmeldung
mit der Seriennummer 60/024,050, eingereicht am 16. August 1996,
mit dem Titel "Long
Wavelength Mutant Fluorescent Proteins" und dem US-Patent Nr. 6,124,128, eingereicht
am 30. August 1996, mit dem Titel "Long Wavelength Engineered Fluorescent
Proteins", wobei
beide hier durch Bezugnahme eingeschlossen sind.
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Diese
Erfindung wurde zum Teil mit Regierungsunterstützung unter der Förderungsnummer
MCB 9418479, erlassen durch die National Science Foundation, bewerkstelligt.
Die Regierung darf die Rechte an dieser Erfindung haben.
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Fluoreszierende
Moleküle
sind als Reportermoleküle
in vielen Assay-Systemen aufgrund ihrer hohen Sensitivität und der
einfachen Quantifizierung bevorzugt. Kürzlich waren fluoreszierende
Proteine im Mittelpunkt des Interesses, da sie in vivo durch biologische
Systeme hergestellt werden können
und weil sie verwendet werden können,
um intrazelluläre
Ereignisse zu verfolgen, ohne dass man sie in die Zelle über Mikroinjektion
oder Permeabilisierung einzuführen
braucht. Das grün
fluoreszierende Protein von Aequorea victoria ist als ein fluoreszierendes
Protein von besonderem Interesse. Es wurde eine cDNA für das Protein
kloniert (D. C. Prasher et al., "Primary
structure of the Aequorea victoria greenfluorescent protein, Gene
(1992), 111: 229–33).
Es kann nicht nur die primäre
Aminosäuresequenz
des Proteins von der cDNA exprimiert werden, sondern das exprimierte
Protein kann auch fluoreszieren. Dies zeigt, dass das Protein die
Zyklisierung und Oxidation, von denen angenommen wird, dass sie
für die
Fluoreszenz notwendig sind, durchmacht. Das grün fluoreszierende Protein von
Aequorea victoria ("GFP") ist eine stabile,
Oroteolyse-resistente Einzelkette aus 238 Resten und hat zwei Absorptionsmaxima
bei etwa 395 und 475 nm. Die relativen Amplituden dieser beiden Spitzen
ist gegenüber
Umweltfaktoren (W. W. Ward, Bioluminescence and Chemiluminescence
(M. A. DeLuca und W. D. McElroy, Hrsg.), Academic Press, Seiten
235–242
(1981); W. W. Ward & S.
H. Bokman, Biochemistry 21: 4535–4540 (1982); W. W. Ward et
al., Photochem. Photobiol. 35: 803–808 (1982)) und der Belichtungsfolge
(A. B. Cubitt et al., Trends Biochem. Sci. 20: 448–455 (1995))
sensitiv, was vermutlich zwei oder mehrere Grundstadien erkennen
läßt. Eine
Anregung bei der primären
Absorptionsspitze von 395 nm ergibt ein Emissionsmaximum bei 508
nm mit einer Quantenausbeute von 0,72–0,85 (O. Shimomura und F.
H. Johnson, J. Cell. Comp. Physiol. 59: 223 (1962); J. G. Morin
und J. W. Hastings, J. Cell. Physiol. 77: 313 (1971); H. Morise et
al., Biochemistry 13: 2656 (1974); W. W. Ward, Photochem. Photobiol.
Reviews (Smith, K. C., Hrsg.) 4: 1 (1979); A. B. Cubitt et al.,
Trends Biochem. Sci. 20: 448–455
(1995); D. C. Prasher, Trends Genet. 11: 320–323 (1995); M. Chalfie, Photochem.
Photobiol. 62: 651–656
(1995); W. W. Ward, Bioluminescence and Chemiluminescence (M. A.
DeLuca und W. D. McElroy, Hrsg.), Academic Press, Seiten 235–242 (1981);
W. W. Ward & S.
H. Bokman, Biochemistry 21-4535-4540 (1982); W. W. Ward et al.,
Photochem. Photobiol. 35: 803–808 (1982)).
Die Fluorophore ist auf die autokatalytische Zyklisierung des Polypeptid-Rückgrats
zwischen den Resten Ser65 und Gly67 und der Oxidation der α-β-Bindung von Tyr66 zurückzuführen (A.
B. Cubitt et al., Trends Biochem. Sci. 20: 448–455 (1995); C. W. Cody et
al., Biochemistry 32: 1212–1218
(1993); R. Heim et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 12501–12504 (1994)).
Eine Mutation von Ser65 zu Thr (S65T) vereinfacht
das Anregungsspektrum zu einer einzelnen Spitze bei 488 nm der verstärkten Amplitude
(R. Heim et al., Nature 373: 664–665 (1995)), die nicht länger Anzeichen
von Konformations-Isomeren aufweist (A. B. Cubitt et al., Trends Biochem.
Sci. 20: 448–455
(1995)).
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Fluoreszierende
Proteine wurden als Marker der Genexpression, als Tracer einer Zelllinie
und als Fusions-Tags verwendet, um eine Protein-Lokalisierung innerhalb
von lebenden Zellen vorzunehmen (M. Chalfie et al., "Green fluorescent
protein as marker for gene expression", Science 263: 802–805; A. B. Cubitt et al., "Understanding, improving
and using green fluorescent proteins", TIBS 20, November 1995, Seiten 448–455; US-Patent
Nr. 5,491,084, M. Chalfie und D. Prasher). Weiterhin wurden modifizierte
Versionen des grün
fluoreszierenden Proteins von Aequorea gefunden, die veränderte Fluoreszenz-Charakteristiken
aufweisen, einschließlich
geänderter
Anregungs- und Emissionsmaxima und Anregungs- und Emissionsspektren
unterschiedlicher Formen (R. Heim et al., "Wavelength mutations and posttranslational
autoxidation of green fluorescent protein", Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1994),
91: 12501–04;
R. Heim et al., "Improved green
fluorescence", Nature
(1995), 373: 663–665).
Diese Eigenschaften fügen
eine weitere Vielzahl und Anwendungsbereiche zu der Gruppe biologisch
basierender fluoreszierender Indikatoren hinzu.
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Es
besteht ein Bedarf an modifizierten fluoreszierenden Proteinen mit
verschiedenen fluoreszierenden Eigenschaften.
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KURZE BESCHREIBUNG
DER ZEICHNUNGEN
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1A–1B.
(A) Schematische Zeichnung des Rückgrats
von GFP, erzeugt von Molscript (J. P. Kraulis, J. Appl. Cryst. 24:
946 (1991)). Das Chromophor ist als ein Kugel- und Stäbchenmodell
gezeigt. (B) Schematische Zeichnung der Gesamtfaltung von GFP. Die
ungefähre
Restezahlen markieren den Anfang und das Ende der Elemente der Sekundärstruktur.
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2A–2C.
(A) Stereodarstellung der Chromophore und der Reste in unmittelbarer
Nachbarschaft. Kohlenstoffatome sind als offene Kreise dargestellt,
Sauerstoff ist ausgefüllt
und Stickstoff ist schattiert. Lösliche
Moleküle
sind als einzelne gefüllte
Kreise gezeigt. (B) Teil der endgültigen 2F0-Fc-Elektronendichte-Karte, gezeichnet bei 1,0 Å, die die
Elektronendichte zeigt, welche die Chromophore umgibt. (C) Schematisches
Diagramm, das die ersten und zweiten Koordinationssphären der
Chromophore zeigt. Wasserstoffbindungen sind als unterbrochene Linien
gezeigt und besitzen die angegebenen Längen in A. Innenteil: vorgeschlagene
Struktur des Carbinolamin-Zwischenprodukts, das vermutlich während der
Herstellung der Chromophore gebildet wird.
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3 zeigt
die Nukleotidsequenz (SEQ ID NO: 1) und die abgeleitete Aminosäuresequenz
(SEQ ID NO: 2) eines grün
fluoreszierenden Proteins von Aequorea.
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4 zeigt
die Nukleotidsequenz (SEQ ID NO: 3) und die abgeleitete Aminosäuresequenz
(SEQ ID NO: 4) des modifizierten, mit Aequorea verwandten fluoreszierenden
Proteins S65G/S72A/T203Y, das bevorzugt Säugetier-Kodons und eine optimale
Kozak-Sequenz beinhaltet.
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5-1 bis 5-28 geben
die Koordinaten der Kristallstruktur des mit Aequorea verwandten
grün fluoreszierenden
Proteins S65T wieder.
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6 zeigt
die Fluoreszenz-Anregungs- und -Emissionsspektren für die modifizierten
fluoreszierenden Proteine 20A und 10C (Tabelle F). Die senkrechte
Linie bei 528 nm vergleicht die Emissionsmaxima von 10C, links von
der Linie, und von 20A, rechts von der Linie.
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ZUSAMMENFASSUNG
DER ERFINDUNG
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Die
Erfindung stellt funktionelle modifizierte fluoreszierende Proteine
mit verschiedenen Fluoreszenzeigenschaften bereit, die leicht von
gegenwärtig
bestehenden grün
und blau fluoreszierenden Proteinen unterschieden werden können. Solche
modifizierten fluoreszierenden Proteine ermöglichen die gleichzeitige Messung
von zwei oder mehreren Prozessen innerhalb von Zellen und können als
Fluoreszenz-Energiespender oder -Akzeptoren verwendet werden, wenn
sie zur Überwachung
von Protein-Protein-Interaktionen über FRET eingesetzt werden.
Modifizierte fluoreszierende Proteine mit längerer Wellenlänge sind
besonders verwendbar, da die photodynamische Toxizität und Auto-Fluoreszenz
von Zellen bei längeren
Wellenlängen
signifikant vermindert sind. Insbesondere bewirkt die Einführung der
Substitution T203X, wobei X eine aromatische Aminosäure ist,
einen Anstieg bei den Anregungs- und Emissionswellenlängenmaxima
bei den mit Aequorea verwandten fluoreszierenden Proteinen.
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In
einem Aspekt stellt die Erfindung ein Nukleinsäuremolekül bereit, das eine Nukleotidsequenz
umfasst, die für
ein funktionelles modifiziertes fluoreszierendes Protein kodiert,
dessen Aminosäuresequenz
eine Identität
von mindestens 80% mit der Aminosäuresequenz des grün fluoreszierenden
Proteins von Aequorea (SEQ ID NO: 2) aufweist und das sich von SEQ
ID NO: 2 durch mindestens eine Substitution bei T203, und insbesondere
T203X unterscheidet, worin X eine aromatische Aminsäure ist,
ausgewählt
aus H, Y, W oder F, wobei das funktionelle modifizierte fluoreszierende
Protein eine andere fluoreszierende Eigenschaft als das grün fluoreszierende
Protein von Aequorea aufweist. In einer Ausführungsform umfasst die Aminosäuresequenz
weiter eine Substitution bei S65, wobei die Substitution ausgewählt ist
aus S65G, S65T, S65A, S65L und S65C. In einer weiteren Ausführungsform
unterscheidet sich die Aminosäuresequenz
durch nicht mehr als die Substitutionen S65T/T203H; S65T/T203Y;
S72A/F64L/S65G/T203Y; S65G/V68L/Q69K/S72A/T203Y; S72A/S65G/V68L/T203Y;
S65G/S72A/T203Y oder S65G/S72A/T203W. In einer anderen Ausführungsform unterscheidet
sich die Nukleotidsequenz, die für das
Protein kodiert, von der Nukleotidsequenz von SEQ ID NO: 1 durch
die Substitution von mindestens einem Kodon durch ein bevorzugtes
Säugetier-Kodon.
In einer anderen Ausführungsform
kodiert das Nukleinsäuremolekül für ein Fusionsprotein,
wobei das Fusionsprotein ein Polypeptid von Interesse und das funktionelle
modifizierte fluoreszierende Protein umfasst.
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In
einem weiteren Aspekt stellt die Erfindung einen Expressionsvektor
bereit, der Expressions-Kontrollsequenzen umfasst, die operativ
an ein beliebiges der zuvor genannten Nukleinsäuremolelüle verbunden sind. In einem
weiteren Aspekt stellt die Erfindung eine rekombinante Wirtszelle
bereit, die den zuvor genannten Expressionsvektor umfasst.
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In
einem weiteren Aspekt stellt die Erfindung ein funktionelles modifiziertes
fluoreszierendes Protein bereit, dessen Aminosäuresequenz im Wesentlichen
identisch mit der Aminosäuresequenz
des fluoreszierenden Proteins von Aequorea (SEQ ID NO: 2) ist und
das sich von SEQ ID NO: 2 zumindest durch die Aminosäure-Substitution
bei T203 und insbesondere T203X unterscheidet, worin X eine aromatische
Aminosäure
ist, ausgewählt
aus H, Y, W oder F, wobei das funktionelle modifizierte fluoreszierende
Protein eine andere fluoreszierende Eigenschaft als das grün fluoreszierende
Protein von Aequorea aufweist. In einer Ausführungsform umfasst die Aminosäuresequenz
weiter eine Substitution bei S65, wobei die Substitution ausgewählt ist aus
S65G, S65T, S65A, S65L und S65C. In einer anderen Ausführungsform
unterscheidet sich die Aminosäuresequenz
durch nicht mehr als die Substitutionen S65T/T203H; S65T/T203Y;
S72A/F64L/S65G/T203Y; S72A/S65G/V68L/T203Y; S65G/V68L/Q69K/S72A/T203Y;
S65G/S72A/T203Y oder S65G/S72A/T203W. In einer anderen Ausführungsform
ist das modifizierte fluoreszierende Protein Teil eines Fusionsproteins,
wobei das Fusionsprotein ein Polypeptid von Interesse und das funktionelle
modifizierte fluoreszierende Protein umfasst.
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In
einem anderen Aspekt stellt die Erfindung einen mit Fluoreszenz
markierten Antikörper
bereit, der einen Antikörper
umfasst, der an ein beliebiges der zuvor genannten funktionellen
modifizierten fluoreszierenden Proteine gekoppelt ist. In einer
Ausführungsform
ist der fluoreszenzmarkierte Antikörper ein Fusionsprotein, wobei
das Fusionsprotein den Antikörper
umfasst, der mit dem funktionellen modifizierten fluoreszierenden
Protein fusioniert ist.
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In
einem anderen Aspekt stellt die Erfindung ein Nukleinsäuremolekül bereit,
das eine Nukleotidsequenz umfasst, die für einen Antikörper kodiert,
die an eine Nukleotidsequenz fusioniert ist, die für ein erfindungsgemäßes funktionelles
modifiziertes fluoreszierendes Protein kodiert.
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Bevorzugt
kann eine fluoreszenzmarkierte Nukleinsäure-Sonde, die eine Nukleinsäure-Sonde
umfasst, an ein funktionelles modifiziertes fluoreszierendes Protein
mit einer erfindungsgemäßen Aminosäuresequenz
gekoppelt werden. Die Fusion kann über ein Linker-Peptid erfolgen.
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Weiter
kann die Erfindung verwendet werden für ein Verfahren zum Bestimmen,
ob ein Gemisch ein Ziel enthält,
umfassend das In-Kontakt-Bringen des Gemisches mit einer mit Fluoreszenz
markierten Sonde, die eine Sonde und ein erfindungsgemäßes funktionelles
modifiziertes fluoreszierendes Protein umfasst; und das Bestimmen,
ob das Ziel an die Sonde gebunden hat. In einer Ausführungsform
ist das Zielmolekül
an einer festen Matrix gebunden.
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Zusätzlich kann
die Erfindung verwendet werden für
ein Verfahren zum Modifizieren eines funktionellen modifizierten
fluoreszierenden Proteins mit einer fluoreszierenden Eigenschaft,
die anders ist, als die des grün
fluoreszierenden Proteins von Aequorea, umfassend das Substituieren
einer Aminosäure,
die nicht mehr als 0,5 nm von einem Atom in der Chromophore eines
mit Aequorea verwandten grün
fluoreszierenden Proteins entfernt ist, mit einer anderen Aminosäure, wobei
die Substitution eine fluoreszierende Eigenschaft des Proteins verändert. Die
Aminosäure-Substitution
kann die Elektronen-Umgebung der Chromophore verändern.
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Darüber hinaus
kann die Erfindung verwendet werden für ein Verfahren zum Modifizieren
eines funktionellen modifizierten fluoreszierenden Proteins mit
einer anderen fluoreszierenden Eigenschaft als die des grün fluoreszierenden
Proteins von Aequorea, umfassend das Substituieren von Aminosäuren in
einer Loop-Domäne
eines mit Aequorea verwandten grün
fluoreszierenden Proteins mit Aminosäuren, so dass eine Konsensus-Sequenz
zur Phosphorylierung oder zur Proteolyse erzeugt wird.
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Weiter
kann die Erfindung verwendet werden für ein Verfahren zum Erzeugen
von Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer, umfassend die Bereitstellung
eines Spender-Moleküls,
das ein erfindungsgemäßes funktionelles
modifiziertes fluoreszierendes Protein umfasst; das Bereitstellen
eines geeigneten Akzeptor-Moleküls für das fluoreszierende
Protein und das Zusammenbringen des Spender-Moleküls und des
Akzeptor-Moleküls
in ausreichend nahem Kontakt, um einen Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer
zu ermöglichen.
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Zusätzlich kann
die Erfindung verwendet werden für
ein Verfahren zum Erzeugen von Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer,
umfassend die Bereitstellung eines Akzeptor-Moleküls, das
ein erfindungsgemäßes funktionelles
modifiziertes fluoreszierendes Protein umfasst; das Bereitstellen
eines geeigneten Spender-Moleküls für das fluoreszierende
Protein und das Zusammenbringen des Spender-Moleküls und des Akzeptor-Moleküls in ausreichend
nahem Kontakt, um einen Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer zu
ermöglichen.
Das Spender-Molekül kann ein
modifiziertes fluoreszierendes Protein sein, dessen Aminosäuresequenz
die Substitution T203I umfasst, und das Akzeptor-Molekül ist ein
modifiziertes fluoreszierendes Protein, dessen Aminosäuresequenz
die Substitution T203X umfasst, worin X eine aromatische Aminosäure ist,
ausgewählt
aus H, Y, W oder F, wobei das funktionelle modifizierte fluoreszierende
Protein eine andere fluoreszierende Eigenschaft als das grün fluoreszierende
Protein von Aequorea aufweist.
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Ein
Kristall eines Proteins, das ein fluoreszierendes Protein mit einer
Aminosäuresequenz
umfasst, die im Wesentlichen identisch mit SEQ ID NO: 2 ist, defraktiert
mit einer Auflösung
von mindestens 2,0 bis 3,0 Å.
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Computerverfahren
können
verwendet werden, um ein fluoreszierendes Protein über ein
dreidimensionales Modell eines kristallisierten fluoreszierenden
Proteins, das ein fluoreszierendes Protein mit einem gebundenen
Liganden umfasst, zu entwerfen, wobei das Verfahren das Bestimmen
von mindestens einer interagierenden Aminosäure des fluoreszierenden Proteins,
das mit mindestens einem ersten chemischen Rest des Liganden interagiert,
und Auswählen
von mindestens einer chemischen Modifikation des ersten chemischen
Rests, um einen zweiten chemischen Rest zu erzeugen, mit einer Struktur,
die entweder eine Interaktion zwischen der interagierenden Aminosäure und
dem zweiten chemischen Rest im Vergleich zu der Interaktion zwischen
der interagierenden Aminosäure
und dem ersten chemischen Rest erniedrigt oder erhöht, umfasst.
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Weiter
kann ein Computerverfahren verwendet werden zum Modellieren der
dreidimensionalen Struktur eines fluoreszierenden Proteins, wobei
das Verfahren das Bestimmen einer dreidimensionalen Beziehung zwischen
mindestens zwei Atomen, die in den Atomkoordinaten der 5-1 bis 5-28 genannt
sind, umfasst.
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Die
Kristalldaten können
in einer Vorrichtung gespeichert werden, die eine Speichervorrichtung
und mindestens 10 in der Vorrichtung gespeicherte Atomkoordinaten,
ausgewählt
aus den Atomkoordinaten, die in den 5-1 bis 5-28 genannt sind, umfasst. Die Speichervorrichtung
kann eine computerlesbare Vorrichtung sein, die den Code speichert,
der als Input die Atomkoordinaten erhält. Weiter kann die computerlesbare Vorrichtung
eine Diskette oder eine Festplatte sein.
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GENAUE BESCHREIBUNG
DER ERFINDUNG
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I. DEFINITIONEN
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Soweit
nicht anders definiert, haben alle hier verwendeten technischen
und wissenschaftlichen Begriffe dieselbe Bedeutung, wie sie üblicherweise
von dem Fachmann auf dem Gebiet, zu dem diese Erfindung gehört, verstanden
wird. Obwohl beliebige Verfahren und Materialien, die den hier beschriebenen ähnlich oder äquivalent
sind, zur Durchführung
oder Testen der vorliegenden Erfindung verwendet werden können, werden bevorzugte
Verfahren und Materialien beschrieben. Für den Zweck der vorliegenden
Erfindung sind die folgenden Ausdrücke wie folgt definiert.
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"Bindungspaar" bezeichnet zwei
Reste (z. B. chemische oder biochemische), die eine Affinität zueinander
besitzen. Beispiele von Bindungspaaren umfassen Antigen/Antikörper, Lectin/Avidin,
Ziel-Polynukleotid/Sonden-Oligonukleotid, Antikörper/anti-Antikörper, Rezeptor/Ligand,
Enzym/Ligand und dergleichen. "Ein Mitglied
eines Bindungspaars" bezeichnet
einen Rest des Paars wie ein Antigen oder Ligand.
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"Nukleinsäure" bezeichnet ein Desoxyribonukleotid-
oder Ribonukleotid-Polymer,
entweder in einzelsträngiger
oder doppelsträngiger
Form, und umfasst, soweit nicht anders beschränkt, bekannte Analoga von natürlichen
Nukleotiden, die in ähnlicher
Weise wie natürlich
vorkommende Nukleotide funktionieren können. Es wird verstanden werden,
dass, wenn ein Nukleinsäuremolekül durch
eine DNA-Sequenz wiedergegeben wird, dies auch RNA-Moleküle mit der
korrespondierenden RNA-Sequenz, in der "U" durch "T" ersetzt ist, einschließt.
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"Rekombinantes Nukleinsäuremolekül" bezeichnet ein Nukleinsäuremolekül, das nicht
natürlich
vorkommt und das zwei Nukleotidsequenzen umfasst, die nicht in natürlicher
Weise miteinander verbunden sind. Rekombinante Nukleinsäuremoleküle werden
durch eine artifizielle Rekombination hergestellt, z. B. durch genetische
Modifikationstechniken oder chemische Synthese.
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Der
Bezug auf eine Nukleotidsequenz, die für ein Polypeptid "kodiert", bedeutet, dass
die Sequenz nach der Transkription und Translation von mRNA das
Polypeptid erzeugt. Dies umfasst sowohl den kodierenden Strang,
dessen Nukleotidsequenz identisch mit der mRNA ist und dessen Sequenz
gewöhnlich
im Sequenzprotokoll wiedergegeben ist als auch dessen Komplementärstrang,
der als Matrize für
die Transkription verwendet wird. Wie für jeden Fachmann ersichtlich,
schließt
dies auch alle degenerierten Nukleotidsequenzen, die für dieselbe
Aminosäuresequenz
kodieren, ein. Nukleotidsequenzen, die für ein Polypeptid kodieren, schließen Sequenzen
ein, die Introns enthalten.
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"Expressions-Kontrollsequenzen" bezeichnen Nukleotidsequenzen,
die die Expression einer Nukleotidsequenz, an die sie operativ gebunden
sind, regulieren. Expressions-Kontrollsequenzen sind an eine Nukleotidsequenz "operativ gebunden", wenn die Expressions-Kontrollsequenzen
die Transkription und, soweit notwendig, die Translation der Nukleotidsequenz
kontrollieren und regulieren. Daher können Expressions-Kontrollsequenzen
geeignete Promotoren, Enhancer, Transkriptionsterminatoren, ein
Start-Kodon (d. h. ATG) vor einem Proteinkodierenden Gen, Splicing-Signale
für Introns,
die Aufrechterhaltung des richtigen Leserasters dieses Gens, um
eine saubere Translation der mRNA zu ermöglichen, und Stopp-Kodons einschließen.
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"Natürlich vorkommend", wie hier verwendet,
und wie es auf ein Objekt bezogen wird, bezeichnet die Tatsache,
dass ein Objekt in der Natur anzutreffen ist. Zum Beispiel ist ein
Polypeptid oder eine Polynukleotidsequenz, die in einem Organismus
(einschließlich
Viren) vorliegt, der aus einer Quelle in der Natur isoliert werden
kann und der nicht durch den Menschen im Labor absichtlich modifiziert
worden ist, natürlich
vorkommend.
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"Operabel verbunden" bezieht sich auf
eine Nebeneinanderstellung, wobei die vorher beschriebenen Bestandteile
in einer Beziehung zueinander stehen, die es ihnen erlaubt, in ihrer
beabsichtigten Weise zu funktionieren. Eine Kontrollsequenz, die
an eine kodierende Sequenz "operabel
gebunden" ist, wird
auf solch eine Weise ligiert, dass die Expression der kodierenden
Sequenz unter Bedingungen, die mit den Kontrollsequenzen kompatibel
sind, erreicht wird, beispielsweise wenn die notwendigen Moleküle (z. B.
Inducer und Polymerasen) an die Kontroll- oder Regulationssequenz(en)
gebunden sind.
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"Kontrollsequenz" bezeichnet Polynukleotidsequenzen,
die notwendig sind, um die Expression der kodierenden und nicht-kodierenden
Sequenzen, an die sie ligiert sind, zu bewirken. Die Art solcher
Kontrollsequenzen unterscheidet sich in Abhängigkeit von dem Wirtsorganismus;
in Prokaryonten schließen
solche Kontrollsequenzen im Allgemeinen einen Promotor, eine ribosomale
Bindungsstelle und eine Transkriptions-Terminationssequenz ein;
in Eukaryonten schließen
solche Kontrollsequenzen im Allgemeinen Promotoren und eine Transkriptions-Terminationssequenz
ein. Der Ausdruck "Kontrollsequenzen" soll zumindest solche
Bestandteile einschließen,
deren Gegenwart die Expression beeinflussen kann und kann auch zusätzliche
Bestandteile einschließen,
deren Vorkommen vorteilhaft ist, z. B. Leitsequenzen und Fusionspartner-Sequenzen.
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"Isoliertes Polynukleotid" bezeichnet ein Polynukleotid
von genomischem, cDNA- oder
synthetischem Ursprung oder eine Kombination davon, wobei aufgrund
dessen Ursprungs das "isolierte
Polynukleotid" (1) nicht
mit der Zelle, in der das "isolierte
Polynukleotid" in
der Natur angetroffen wird, assoziiert ist oder (2) mit einem Polynukleotid
operabel verbunden ist, mit dem es nicht in der Natur verbunden
ist.
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"Polynukleotid" bezeichnet eine
polymere Form von Nukleotiden mit einer Länge von mindestens 10 Basen,
entweder Ribonukleotide oder Desoxynukleotide oder eine modifizierte
Form eines Nukleotid-Typs davon. Der Ausdruck schließt einzelsträngige und
doppelsträngige
Formen von DNA ein.
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Der
Ausdruck "Sonde" bezeichnet eine
Substanz, die spezifisch an eine andere Substanz (ein "Ziel") bindet. Sonden
umfassen z. B. Antikörper,
Nukleinsäuren,
Rezeptoren und ihre Liganden.
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"Modulation" bezeichnet die Fähigkeit,
entweder eine funktionelle Eigenschaft einer biologischen Aktivität oder Prozesses
zu verstärken
oder zu inhibieren (z. B. Enzym-Aktivität oder Rezeptor-Bindung); eine
solche Verstärkung
oder Inhibition kann von dem Vorkommen eines spezifischen Ereignisses
abhängig
sein, wie die Aktivierung eines Signal-Transduktionsweges und/oder
kann sich nur in bestimmten Zelltypen manifestieren.
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Der
Ausdruck "Modulator" bezeichnet eine
Chemikalie (natürlich
vorkommend oder nicht natürlich
vorkommend), wie ein synthetisches Molekül (z. B. Nukleinsäure, Protein,
Nicht-Peptid oder organisches Molekül) oder einen Extrakt, der
aus biologischen Stoffen hergestellt wurde, wie Bakterien, Pflanzen,
Pilze oder Tier-(insbesondere Säugetier-)Zellen
oder -gewebe. Modulatoren können
anhand ihrer potentiellen Aktivität als Inhibitoren oder Aktivatoren
(direkt oder indirekt) eines biologischen Prozesses oder Prozesse
(z. B. Agonist, Teil-Antagonist,
Teil-Agonist, inverser Agonist, Antagonist, antineoplastische Agenzien,
zytotoxische Agenzien, Inhibitoren der neoplastischen Transformation
oder Zellproliferation, Zellproliferations-fördernde Agenzien und dergleichen)
durch Einbeziehung in hier beschriebene Screening-Assays bewertet
werden. Die Aktivität
eines Modulators kann bekannt, unbekannt oder teilweise bekannt
sein.
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Der
Ausdruck "Testchemikalie" bezeichnet eine
Chemikalie, die durch ein oder mehrere erfindungsgemäße Screening-Verfahren
als ein potentieller Modulator getestet werden soll. Eine Testchemikalie
ist gewöhnlich
nicht dafür
bekannt, dass sie an das Ziel von Interesse bindet. Der Ausdruck "Kontroll-Testchemikalie" bezeichnet eine
Chemikalie, die dafür
bekannt ist, dass sie an das Ziel bindet (z. B. ein bekannter Agonist,
Antagonist, Teil-Agonist oder inverser Agonist). Gewöhnlich werden
verschiedene vorbestimmte Konzentrationen von Testchemikalien zum
Screening verwendet, wie 0,01 μM,
0,1 μM,
1,0 μM und
10,0 μM.
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Der
Ausdruck "Ziel" bezeichnet einen
biochemischen Rest, der in einem biologischen Prozess beteiligt ist.
Ziele sind typischerweise Proteine, die eine nützliche Rolle bei der Physiologie
oder Biologie eines Organismus spielen. Eine therapeutische Chemikalie
bindet an das Ziel, um dessen Funktion zu verändern oder zu modulieren. Die
hier verwendeten Ziele können
Zelloberflächen-Rezeptoren,
G-Proteine, Kinasen,
Innenkanäle,
Phospholipasen und andere hier erwähnte Proteine einschließen.
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Der
Ausdruck "Markierung" bezeichnet eine
Zusammensetzung, die durch spektroskopische, photochemische, biochemische,
immunochemische oder chemische Mittel nachweisbar ist. Zum Beispiel
schließen nützliche
Markierungen 32P, Fluoreszenzfarbstoffe,
fluoreszierende Proteine, Elektronen-Dichte-Reagenzien, Enzyme (z. B. wie sie normalerweise
in einem ELISA verwendet werden), Biotin, Dioxigenin oder Haptene
und Proteine, für
die Antiseren oder monoklonale Antikörper verfügbar sind, ein. Zum Beispiel
können
erfindungsgemäße Polypeptide
als detektierbare Markierungen hergestellt werden, indem sie z.
B. in ein Polypeptid eingefügt
werden, und sie können
verwendet werden, um Antikörper
zu markieren, die mit dem Polypeptid in spezifischer Weise reaktiv
sind. Eine Markierung erzeugt oft ein messbares Signal wie Radioaktivität, Fluoreszenzlicht
oder eine Enzym-Aktivität,
die verwendet werden kann, um die Menge an gebundener Markierung
zu quantifizieren.
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Der
Ausdruck "Nukleinsäure-Sonde" bezeichnet ein Nukleinsäuremolekül, das an
eine spezifische Sequenz oder Subsequenz eines anderen Nukleinsäuremoleküls bindet.
Eine Sonde ist vorzugsweise ein Nukleinsäuremolekül, das über eine komplementäre Basenpaarung
an die vollständige
Sequenz oder an eine Subsequenz einer Ziel-Nukleinsäure bindet.
Es soll so verstanden werden, dass Sonden Zielsequenzen, die keine vollständige Komplementarität mit der
Sondensequenz aufweisen, in Abhängigkeit
von der Stringenz der Hybridisierungsbedingungen binden können. Sonden
sind vorzugsweise direkt oder indirekt mit Isotopen, Chromophoren,
Lumiphoren, Chromogenen, fluoreszierenden Proteinen markiert, beispielsweise
mit Biotin, an das nachher ein Streptavidin-Komplex binden kann. Durch das Untersuchen
des Vorliegens oder des Fehlens der Sonde kann man das Vorliegen
oder das Fehlen der ausgewählten
Sequenz oder Subsequenz nachweisen.
-
Eine "markierte Nukleinsäure-Sonde" ist eine Nukleinsäure-Sonde,
die entweder kovalent über
einen Linker oder über
ionische, van der Waals- oder Wasserstoffbindungen an eine Markierung
gebunden ist, so dass das Vorliegen der Sonde durch den Nachweis
des Vorliegens der an die Sonde gebundenen Markierung nachgewiesen
werden kann.
-
Die
Ausdrücke "Polypeptid" und "Protein" bezeichnen ein Polymer
von Aminosäureresten.
Die Ausdrücke
beziehen sich sowohl auf Aminosäure-Polymere,
in denen ein oder mehrere Aminosäurereste
ein artifizielles chemisches Analog einer korrespondierenden natürlich vorkommenden
Aminosäure
ist, als auch na türlich
vorkommende Aminosäure-Polymere.
Der Ausdruck "rekombinantes
Protein" bezeichnet
ein Protein, das durch Expression einer Nukleotidsequenz, die für die Aminosäuresequenz
des Proteins kodiert, aus einem rekombinanten DNA-Molekül hergestellt
wird.
-
Der
Ausdruck "rekombinante
Wirtszelle" bezeichnet
eine Zelle, die ein rekombinantes Nukleinsäuremolekül umfasst. Daher können z.
B. rekombinante Wirtszellen Gene exprimieren, die nicht in der nativen (nicht-rekombinanten)
Form der Zelle vorkommen.
-
Die
Ausdrücke "isoliert", "aufgereinigt" oder "biologisch rein" bezeichnet Material,
das im Wesentlichen oder fast vollständig von solchen Bestandteilen
frei ist, die normalerweise in dessen nativem Zustand zusammen vorkommen.
Die Reinheit und Homogenität
werden typischerweise unter Verwendung von analytischen chemischen
Techniken bestimmt, wie Polyacrylamid-Gelelektrophorese oder Hochleistungsflüssig-Chromatographie.
Ein Protein oder Nukleinsäuremolekül, das die
vorherrschende Protein- oder Nukleinsäurespezies in einer Präparation
ist, wird im Wesentlichen als aufgereinigt angesehen. Im Allgemeinen
wird ein Protein- oder Nukleinsäuremolekül mehr als
80% aller makromolekularen Spezies, die in der Präparation
vorhanden sind, umfassen. Vorzugsweise ist das Protein so aufgereinigt,
dass es mehr als 90% aller vorhandenen makromolekularen Spezies
darstellt. Bevorzugter ist das Protein um mehr als 95% und am meisten
bevorzugt ist das Protein im Wesentlichen bis zur Homogenität aufgereinigt,
wobei andere makromolekulare Spezies nicht durch konventionelle
Techniken nachgewiesen werden.
-
Der
Ausdruck "natürlich vorkommend", wie es für ein Objekt
verwendet wird, bezeichnet die Tatsache, dass ein Objekt in der
Natur angetroffen werden kann. Zum Beispiel ist eine Polypeptid-
oder Polynukleotidsequenz, die in einem Organismus (einschließlich Viren)
vorliegt, der aus einer natürlichen
Quelle isoliert werden kann und der nicht absichtlich durch den
Menschen im Labor modifiziert worden ist, natürlich vorkommend.
-
Der
Ausdruck "Antikörper" bezeichnet ein Polypeptid,
das im Wesentlichen durch ein Immunglobulin-Gen oder Immunglobulin-Gene
oder Fragmente davon, die spezifisch einen Analyten (Antigen) binden
und erkennen, kodiert wird. Die erkannten Immunglobulin-Gene schließen die
kappa-, lambda-, alpha-, gamma-, delta-, epsilon- und mu-Gene der
konstanten Region ein und die un zähligen Immunoglobulin-Gene
der variablen Region. Antikörper
existieren z. B. als intakte Immunglobuline oder als eine Zahl gut
charakterisierter Fragmente, die durch Spaltung mit verschiedenen
Peptidasen erzeugt werden. Diese schließen z. B. Fab'- und F(ab)'2-Fragmente
ein. Der Ausdruck "Antikörper", wie hier verwendet,
umfasst auch Antikörperfragmente,
die entweder durch Modifikation von ganzen Antikörpern hergestellt werden oder
es sind solche, die de novo unter Verwendung rekombinanter DNA-Verfahren
synthetisiert werden.
-
Der
Ausdruck "Immunoassay" bezeichnet einen
Assay, der einen Antikörper
einsetzt, um spezifisch einen Analyten zu binden. Der Immunoassay
ist charakterisiert durch die Verwendung von spezifischen Bindungseigenschaften
eines bestimmten Antikörpers,
um den Analyten zu isolieren, anzuvisieren und/oder zu quantifizieren.
-
Der
Ausdruck "identisch" im Zusammenhang
mit zwei Nukleinsäure-
oder Polypeptidsequenzen bezeichnet die Reste in den zwei Sequenzen,
die dieselben sind, wenn sie mit maximaler Übereinstimmung aneinander gelagert
werden. Wenn ein Prozentsatz der Sequenzidentität bei Proteinen oder Peptiden
verwendet wird, ist es anerkannt, dass Reste an Positionen, die
nicht identisch sind, sich oft durch konservative Aminosäure-Substitution
unterscheiden, d. h. Aminosäurereste
die mit anderen Aminosäureresten
mit ähnlichen
chemischen Eigenschaften (z. B. Ladung oder Hydrophobizität) ersetzt
werden, und die daher nicht die funktionellen Eigenschaften des
Moleküls
verändern.
In Fällen,
in denen sich die Sequenzen durch konservative Substitutionen unterscheiden,
kann der Prozentsatz der Sequenzidentität nach oben angepasst werden,
um die konservative Art der Substitution zu korrigieren. Mittel
zur Durchführung
einer solchen Anpassung sind für
den Fachmann wohl bekannt. Typischerweise beinhaltet dies das Bewerten
einer konservativen Substitution als einen Teil-Mismatch statt einem
vollständigen
Mismatch, wobei dadurch der Prozentsatz der Sequenzidentität erhöht wird.
Daher wird z. B. in Fällen,
in denen eine identische Aminosäure
mit der Zahl 1 bewertet wird und eine nicht-konservative Substitution
mit der Zahl 0 bewertet wird, eine konservative Substitution eine
Zahl zwischen 0 und 1 ergeben. Die Zahl der konservativen Substitutionen
wird z.B. durch bekannte Algorithmen berechnet. Siehe z. B. Meyers
und Miller, Computer Applic. Biol. Sci. 4: 11–17 (1988); Smith und Waterman (1981),
Adv. Appl. Math. 2: 482; Needleman und Wunsch (1970), J. Mol. Biol.
48: 443; Pearson und Lipman (1988), Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85:
2444; Higgins und Sharp (1988), Gene 73: 237–244 und Higgins und Sharp
(1989), CABIOS 5: 151–153;
Corpet et al. (1988), Nucleic Acids Research 16: 10881–90; Huang
et al. (1992), Computer Applications in the Biosciences 8: 155–65 und
Pearson et al. (1994), Methods in Molecular Biology 24: 307–31. Eine
Anlagerung wird auch oft mittels Augenschein und manueller Anlagerung
durchgeführt.
-
"Konservativ modifizierte
Variationen" einer
bestimmten Nukleinsäuresequenz
bezeichnet solche Nukleinsäuren,
die für
identische oder im Wesentlichen identische Aminosäuresequenzen
kodieren oder in Fällen,
in denen die Nukleinsäure
nicht für
eine Aminosäuresequenz
kodiert, im Wesentlichen identische Sequenzen. Aufgrund der Degeneriertheit
des genetischen Codes kodiert eine große Zahl funktionell identischer
Nukleinsäuren
für ein
beliebiges gegebenes Polypeptid. Zum Beispiel kodieren die Kodons
CGU, CGC, CGA, CGG, AGA und AGG alle für die Aminosäure Arginin.
Daher kann an jeder Position, an der ein Arginin durch ein Kodon
spezifiziert ist, das Kodon durch ein beliebiges der beschriebenen
korrespondierenden Kodons verändert
werden, ohne das kodierte Polypeptid zu verändern. Solche Nukleinsäure-Variationen
sind "stille Variationen", die eine Art von "konservativ modifizierten
Variationen" sind.
Jede hier erwähnte
Nukleinsäuresequenz,
die für
ein Polypeptid kodiert, beschreibt auch jede mögliche stille Variation. Der
Fachmann wird erkennen, dass jedes Kodon in einer Nukleinsäure (außer AUG,
das naturgemäß das einzige
Kodon für
Methionin ist) modifiziert werden kann, um ein funktionell identisches
Molekül
durch Standardtechniken zu erhalten. Daher ist jede "stille Variation" einer Nukleinsäure, die
für ein
Polypeptid kodiert, in jeder beschriebenen Sequenz implizit vorhanden.
Weiter wird der Fachmann erkennen, dass individuelle Substitutionen,
Deletionen oder Additionen, die eine einzelne Aminosäure oder
einen kleineren Prozentsatz von Aminosäuren (typischerweise weniger
als 5%, noch typischer weniger als 1%) in einer kodierten Sequenz
verändern,
hinzufügen
oder deletieren "konservativ
modifizierte Variationen" sind,
wobei die Veränderungen
eine Substitution einer Aminosäure
mit einer chemisch ähnlichen
Aminosäure
bewirken. Konservative Aminosäure-Substitutionen,
die eine Funktionalität ähnlicher
Aminosäuren
bereitstellen, sind auf dem Gebiet bekannt. Die folgenden sechs
Gruppen enthalten jeweils Aminosäuren,
die konservative Substitutionen einer anderen darstellen:
- 1) Alanin (A), Serin (S), Threonin (T);
- 2) Asparaginsäure
(D), Glutaminsäure
(E);
- 3) Asparagin (N), Glutamin (Q);
- 4) Arginin (R), Lysin (K);
- 5) Isoleucin (I), Leucin (L), Methionin (M), Valin (V); und
- 6) Phenylalanin (F), Tyrosin (Y), Tryptophan (W).
-
Der
Ausdruck "komplementär" bedeutet, dass ein
Nukleinsäuremolekül die Sequenz
des Bindungspartners eines anderen Nukleinsäuremoleküls besitzt. Daher ist die Sequenz
5'-ATGC-3' komplementär zu der Sequenz
5'-GCAT-3'.
-
Eine
Aminosäuresequenz
oder eine Nukleotidsequenz ist "im
Wesentlichen identisch" oder "im Wesentlichen ähnlich" zu einer Referenzsequenz,
wenn die Aminosäuresequenz
oder Nukleotidsequenz eine Sequenzidentität von mindestens 80% mit der
Referenzsequenz über
ein gegebenes Vergleichsfenster aufweist. Daher schließen im Wesentlichen ähnliche
Sequenzen solche ein, die beispielsweise eine Sequenzidentität von mindestens
85%, eine Sequenzidentität
von mindestens 90%, eine Sequenzidentität von mindestens 95% oder eine
Sequenzidentität
von mindestens 99% aufweisen. Zwei Sequenzen, die zueinander identisch
sind, sind natürlich
auch im Wesentlichen identisch.
-
Eine
Nukleotidsequenz eines Subjekts ist "im Wesentlichen komplementär" zu einer Referenz-Nukleotidsequenz,
wenn das Komplement der Nukleotidsequenz des Subjekts im Wesentlichen
identisch mit der Referenz-Nukleotidsequenz ist.
-
Der
Ausdruck "stringente
Bedingungen" bezeichnet
eine Temperatur und ionische Bedingungen, die zur Nukleinsäure-Hybridisierung
verwendet werden. Stringente Bedingungen sind sequenzabhängig und
sind bei verschiedenen Umgebungsparametern unterschiedlich. Im Allgemeinen
werden stringente Bedingungen so ausgewählt, dass sie etwa 5°C bis 20°C niedriger
sind als der thermale Schmelzpunkt (Tm)
für die
spezifische Sequenz bei einer definierten Ionenstärke und
pH. Der Tm ist die Temperatur (bei definierter
Ionenstärke und
pH), bei der 50% der Zielsequenz an eine perfekt angelagerte Sonde
hybridisiert.
-
Der
Ausdruck "allelische
Varianten" bezeichnet
polymorphe Formen eines Gens bei einem bestimmten genetischen Locus
und cDNAs, die von mRNA-Transkripten
der Gene abgeleitet werden sowie Polypeptide, die von diesen kodiert
werden.
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Der
Ausdruck "bevorzugtes
Säugetier-Kodon" bezeichnet die Unterklasse
von Kodons unter der Gruppe von Kodons, die für eine Aminosäure kodieren,
die am häufigsten
in Proteinen, die in Säugetierzellen
exprimiert werden, verwendet werden, wie die in der folgenden Liste
ausgewählten:
Aminosäure | Bevorzugte
Kodans für
eine Säugetier-Expression
mit hohem Spiegel |
Gly | GGC,
GGG |
Glu | GAG |
Asp | GAC |
Val | GUG,
GUC |
Ala | GCC,
GCU |
Ser | AGC,
UCC |
Lys | AAG |
Asn | AAC |
Met | AUG |
Ile | AUC |
Thr | ACC |
Trp | UGG |
Cys | UGC |
Tyr | UAU,
UAC |
Leu | CUG |
Phe | UUC |
Arg | CGC,
AGG, AGA |
Gln | CAG |
His | CAC |
Pro | CCC |
-
Fluoreszierende
Moleküle
sind für
einen Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer ("FRET")
verwendbar. FRET nutzt ein Spender-Molekül und ein Akzeptor-Molekül. Um die
Effizienz und Nachweisbarkeit von FRET zwischen einem Spender- und
Akzeptor-Molekül
zu optimieren, müssen
mehrere Faktoren ausgeglichen werden. Das Emissionsspektrum des
Spenders sollte so viel wie möglich
mit dem Anregungsspektrum des Akzeptors überlappen, um das Überlappungsintegral
zu maximieren. Auch sollte die Quantenausbeute des Spender-Rests
und der Extinktionskoeffizient des Akzeptors in gleicher Weise so
hoch wie möglich
sein, um R0 zu maximieren, d. h. die Distanz,
bei der die Effizienz des Energietransfers 50% beträgt. Jedoch
sollten die Anregungsspektren des Spenders und des Akzeptors so
wenig wie möglich überlappen,
so dass ein Wellenlängenbereich
gefunden werden kann, bei dem der Spender effizient angeregt werden
kann, ohne direkt den Akzeptor anzuregen. Fluoreszenz, die aus einer
direkten Anregung des Akzeptors stammt, ist schwierig von einer
Fluoreszenz zu unterscheiden, die aus FRET stammt. In gleicher Weise
sollten die Emissionsspektren des Spenders und des Akzeptors so
wenig wie möglich überlappen,
so dass die zwei Emissionen klar voneinander unterschieden werden
können.
Eine große
Fluoreszenz-Quantenausbeute des Akzeptor-Rests ist wünschenswert,
wenn die Emission von dem Akzeptor entweder durch bloßes Ablesen
oder als Teil eines Emissionsverhältnisses ermittelt werden muss.
Ein Faktor, der bei der Wahl des Spender- und Akzeptorpaars berücksichtigt
werden muss, ist die Effizienz des Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfers
zwischen den beiden. Vorzugsweise beträgt die Effizienz von FRET zwischen
dem Spender und dem Akzeptor mindestens 10%, mehr bevorzugt mindestens
50% und am meisten bevorzugt mindestens 80%.
-
Der
Ausdruck "fluoreszierende
Eigenschaft" bezeichnet
den molaren Extinktionskoeffizienten bei einer geeigneten Anregungswellenlänge, die
Fluoreszenz-Quanteneffizienz,
die Form des Anregungsspektrums oder Emissionsspektrums, das Maximum
der Anregungswellenlänge
und das Maximum der Emissionswellenlänge, das Verhältnis der
Anregungsamplituden bei zwei verschiedenen Wellenlängen, das
Verhältnis
von Emissionsamplituden bei zwei verschiedenen Wellenlängen, die
Lebenszeit des angeregten Zustands oder die Fluoreszenzanitotropie.
Ein messbarer Unterschied in einer dieser Eigenschaften zwischen
dem Wildtyp-Aequorea-GFP und der mutanten Form ist nützlich.
Ein messbarer Unterschied kann bestimmt werden, indem die Menge
einer beliebigen quantitativen fluoreszierenden Eigenschaft, z.
B. die Menge an Fluoreszenz bei einer bestimmten Wellenlänge oder
das Integral der Fluoreszenz über
das Emissionsspektrum, bestimmt wird. Das Bestimmen der Verhältnisse
der Anregungsamplitude oder der Emissionsamplitude bei zwei verschiedenen Wellenlängen ("Verhältnisbildung
der Anregungsamplitude" bzw. "Verhältnisbildung
der Emissionsamplitude") sind
besonders vorteilhaft, da der Prozess der Verhältnisbildung eine interne Referenz
bereitstellt und Variationen bei der absoluten Helligkeit der Anregungsquelle,
der Sensitivität
des Detektors und der Lichtstreuung oder dem Quenchen durch die
Probe unberücksichtigt
bleiben.
-
II. Modifizierte fluoreszierende
Proteine mit langer Wellenlänge
-
A. Fuuoreszierende Proteine
-
Der
hier verwendete Ausdruck "fluoreszierendes
Protein" bezeichnet
ein beliebiges Protein, das in der Lage ist, zu fluoreszieren, wenn
es durch eine geeignete elektromagnetische Strahlung angeregt wird.
Dies schließt
fluoreszierende Proteine ein, deren Aminosäuresequenzen entweder natürlich vorkommend
oder modifiziert sind (d. h. Analoga oder Mutanten). Viele Cnidaria
verwenden grün
fluo reszierende Proteine ("GFPs") als Energietransfer-Akzeptoren
bei der Bioluminszenz. Ein "grün fluoreszierendes
Protein", wie hier
verwendet, ist ein Protein, das grünes Licht fluoresziert. Gleichermaßen fluoreszieren "blau fluoreszierende
Proteine" blaues
Licht und "rot fluoreszierende
Proteine" fluoreszieren
rotes Licht. GFPs wurden aus der nordwestpazifischen Qualle Aequorea
victoria, der Weichkoralle Renilla reniformis, und Phialidium gregarium
isoliert. W. W. Ward et al., Photochem. Photobiol. 35: 803–808 (1982);
L. D. Levine et al., Comp. Biochem. Physiol. 72B: 77–85 (1982).
-
Eine
Vielzahl von mit Aequorea verwandten fluoreszierenden Proteinen,
die nützliche
Anregungs- und Emissionsspektren besitzen, wurden hergestellt, indem
die Aminosäuresequenz
eines natürlich
vorkommenden GFP aus Aequorea victoria modifiziert worden ist (D.
C. Prasher et al., Gene 111: 229–233 (1992); R. Heim et al.,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 12501–04 (1994); US-Patent Nr. 5,625,048,
eingereicht am 10. November 1994; internationale Anmeldung WO 96/23810,
eingereicht am 11.10.95).
-
Ein
hier verwendetes fluoreszierendes Protein bezeichnet ein "mit Aequorea verwandtes
fluoreszierendes Protein",
wenn eine zusammenhängende
Sequenz von 150 Aminosäuren
des fluoreszierenden Proteins eine Sequenzidentität von mindestens
85% mit einer Aminosäuresequenz,
entweder zusammenhängend oder
nicht-zusammenhängend,
aus der 238 langen Aminosäuresequenz
des grün
fluoreszierenden Wildtyp-Proteins von Aequorea aus 3 (SEQ
ID NO: 2) aufweist. Bevorzugter ist ein fluoreszierendes Protein ein
mit Aequorea verwandtes fluoreszierendes Protein, wenn eine zusammenhängende Sequenz
von 200 Aminosäuren
des fluoreszierenden Proteins eine Sequenzidentität von mindestens
95% mit einer Aminosäuresequenz,
entweder zusammenhängend
oder nicht-zusammenhängend, aus
dem grün
fluoreszierenden Wildtyp-Protein von Aequorea aus 3 (SEQ
ID NO: 2) aufweist. Gleichermaßen
kann das fluoreszierende Protein mit fluoreszierenden Wildtyp-Proteinen
von Renilla oder Phialidium bei Verwendung derselben Standards verwandt
sein.
-
Mit
Aequorea verwandte fluoreszierende Proteine schließen z. B.
und ohne Beschränkung
Wildtyp-(natives)GFP von Aequorea victoria ein (D. C. Prasher et
al., "Primary structure
of the Aequorea victoria green fluorescent protein", Gene (1992), 111:
229–33),
deren Nukleotidsequenz (SEQ ID NO: 1) und die davon abgeleitete
Aminosäuresequenz
(SEQ ID NO: 2) in 3 dargestellt sind; allelische Varianten
dieser Sequenz, z. B. Q80R, bei der der Glutaminrest an Position
80 mit Arginin ersetzt ist (M. Chalfie et al., Science (1994), 263:
802–805);
die hier beschriebenen modifizierten mit Aequorea verwandten fluoreszierenden
Proteine, z. B. in Tabelle A oder Tabelle F, Varianten, die eine
oder mehrere Faltungsmutationen und Fragmente dieser Proteine, die
fluoreszierend sind, einschließen,
wie grün
fluoreszierendes Protein von Aequorea, von dem die zwei Amino-terminalen
Aminosäuren
entfernt worden sind. Mehrere dieser Proteine enthalten verschiedene
aromatische Aminosäuren
innerhalb der zentralen Chromophore und fluoreszieren bei einer
weitaus geringeren Wellenlänge
als die Wildtyp-Spezies. Zum Beispiel enthalten die modifizierten
Proteine P4 und P4-3 (zusätzlich
zu weiteren Mutationen) die Substitution Y66H, worin W2 und W7 (zusätzlich zu
anderen Mutationen) Y66W enthalten. Andere Mutationen, die sowohl
in der Nähe
des Chromophorenbereichs des Proteins als auch davon entfernt in
der Primärsequenz
liegen, können
die spektralen Eigenschaften von GFP beeinflussen und sind im ersten
Teil der unten stehenden Tabelle aufgeführt.
-
-
-
Zusätzliche
Mutationen in mit Aequorea verwandten fluoreszierenden Proteinen,
die auch als "Faltungsmutationen" bezeichnet werden,
verbessern die Fähigkeit
der fluoreszierenden Proteine, sich bei höheren Temperaturen zu falten
und mehr fluoreszierend zu sein, wenn sie in Säugetierzellen exprimiert werden, die
jedoch eine geringe oder keine Wirkung auf die Spitzen-Wellenlängen der
Anregung und Emission haben. Es sollte bemerkt werden, dass diese
mit Mutationen kombiniert werden können, die die spektralen Eigenschaften
von GFP beeinflussen, um Proteine mit veränderten spektralen und Faltungseigenschaften
zu erzeugen. Faltungsmutationen umfassen: F64L, V68L, S72A und auch
T44A, F99S, Y145F, N146I, M153T oder A, V163A, I167T, S175G, S205T
und N212K.
-
Der
hier verwendete Ausdruck "Loop-Domäne" bezeichnet eine
Aminosäuresequenz
von einem mit Aequorea verwandten fluoreszierenden Protein, die
die Aminosäuren,
die bei der Sekundärstruktur
der 11 Stränge
des β-Faltblattes
oder der zentralen α-Helix
(Reste 56–72)
beteiligt sind, verbindet (siehe 1A und 1B).
-
Wie
hier verwendet, ist der "fluoreszierende
Proteinrest" eines
fluoreszierenden Proteins der Teil der Aminosäuresequenz eines fluoreszierenden
Proteins, die zwischen den Amino-terminalen und Carboxy-Terminalen
Aminosäuren
(einschließlich)
der Aminosäuresequenz
des natürlich
vorkommenden fluoreszierenden Proteins liegt, wenn die Aminosäuresequenz
des fluoreszierenden Proteinsubstrats in optimaler Weise an die Aminosäuresequenz
eines natürlich
vorkommenden fluoreszierenden Proteins angelagert ist.
-
Es
wurde festgestellt, dass fluoreszierende Proteine genetisch mit
anderen Ziel-Proteinen
fusioniert werden können
und als Marker verwendet werden können, um den Ort und die Menge
des hergestellten Ziel-Proteins festzustellen. Daher stellt diese
Erfindung Fusionsproteine bereit, die einen fluoreszierenden Proteinrest
und zusätzliche
Aminosäuresequenzen
umfassen. Solche Sequenzen können
beispielsweise bis zu etwa 15, bis zu etwa 50, bis zu etwa 150 oder
bis zu etwa 1000 Aminosäuren
lang sein. Die Fusionsproteine besitzen die Fähigkeit, zu fluoreszieren,
wenn sie durch elektromagnetische Strahlung angeregt werden.
-
In
einer Ausführungsform
umfasst das Fusionsprotein ein Polyhistidin-Tag, um die Aufreinigung
des Proteins zu erleichtern.
-
B. Verwendung der Kristallstruktur
des grün
fluoreszierenden Proteins, um Mutanten mit veränderten fluoreszierenden Eigenschaften
zu entwerfen
-
Unter
Verwendung von Röntgenstrahl-Kristallographie
und Computerverarbeitung haben wir ein Modell der Kristallstruktur
des grün
fluoreszierenden Proteins von Aequorea entworfen, das die relative
Anordnung der Atome in dem Molekül
zeigt. Diese Information ist zur Identifizierung von Aminosäuren nützlich,
deren Substitution die fluoreszierenden Eigenschaften des Proteins
verändern.
-
Die
fluoreszierenden Eigenschaften von mit Aequorea verwandten fluoreszierenden
Proteinen hängen zum
Teil von der Elektronen-Umgebung der Chromophore ab. Im Allgemeinen
beeinflussen Aminosäuren,
die innerhalb etwa 0,5 nm der Chromophore liegen, die Elektronen-Umgebung
der Chromophore. Daher kann eine Substitution von solchen Aminosäuren fluoreszierende
Proteine mit veränderten
fluoreszierenden Eigenschaften erzeugen. Im angeregten Zustand tendiert
die Elektronendichte sich vom Phenolat- zum Carbonyl-Ende der Chromophore
zu verlagern. Daher tendiert eine Anlagerung einer zunehmenden positiven
Ladung in der Nähe
des Carbonyl-Endes der Chromophore die Energie des angeregten Zustands
zu erniedrigen und eine Rot-Verlagerung beim Maximum der Absorptions-
und Emissionswellenlänge
des Proteins zu verursachen. Eine abnehmende Positivladung in der
Nähe des
Carbonyl-Endes der Chromophore hat die Tendenz, die gegenteilige
Wirkung zu haben, d. h. eine Blau-Verlagerung in den Wellenlängen des
Proteins zu bewirken.
-
Aminosäuren mit
geladenen (ionisierten D, E, K und R), dipolaren (H, N, Q, S, T
und nicht-geladenen D, E und K) und polarisierbaren Seitengruppen
(z. B. C, F, H, M, W und Y) sind zur Veränderung der Elektronen-Umgebung
der Chromophore verwendbar, speziell dann, wenn sie eine Aminosäure mit
einer nicht-geladenen,
unpolaren oder nicht-polarisierbaren Seitenkette substituieren.
Im Allgemeinen verändern
Aminosäuren
mit polarisierbaren Seitengruppen zumindest die Elektronen-Umgebung
und daher wird angenommen, dass sie eine im Vergleich geringere
Veränderung
in einer fluoreszierenden Eigenschaft bewirken. Aminosäuren mit
geladenen Seitengruppen verändern
die Umgebung am meisten und daher wird angenommen, dass sie eine
im Vergleich größere Verände rung
in einer fluoreszierenden Eigenschaft bewirken. Jedoch werden Aminosäuren mit
geladenen Seitengruppen vermutlich die Struktur des Proteins zerstören und
eine saubere Faltung verhindern, wenn sie neben der Chromphore,
ohne irgendeine zusätzliche
Solvation oder Salzverbrückung
gesetzt werden. Daher werden geladene Aminosäuren vermutlich toleriert und
ergeben nützliche
Wirkungen, wenn sie andere geladene oder hochpolare Aminosäuren ersetzen,
die bereits solvatiert sind oder bei Salzbrücken beteiligt sind. In bestimmten
Fällen,
in denen eine Substitution mit einer polarisierbaren Aminosäure gewählt wird,
kann die Struktur des Proteins die Auswahl einer größeren Aminosäure, z.
B. W, weniger geeignet machen. Alternativ können Positionen, die mit Aminosäure mit
geladenen oder polaren Seitengruppen, die unvorteilhaft orientiert
sind, besetzt sind, mit Aminosäuren
substituiert werden, die weniger geladene oder polare Seitengruppen
aufweisen. Bei einer anderen Alternative kann eine Aminosäure, deren
Seitengruppe einen Dipol besitzt, der in eine Richtung in dem Protein
orientiert ist, mit einer Aminosäure
mit einem Dipol, der in eine andere Richtung orientiert ist, substituiert
werden.
-
Mehr
bevorzugt führt
Tabelle B mehrere Aminosäure
auf, die innerhalb etwa 0,5 nm der Chromophore lokalisiert sind,
deren Substitution veränderte
fluoreszierende Eigenschaften bewirken kann. Die Tabelle zeigt, unterstrichen,
bevorzugte Aminosäure-Substitutionen
an der gekennzeichneten Position, um eine fluoreszierende Eigenschaft
des Proteins zu verändern.
Um solche Substitutionen einzuführen,
stellt die Tabelle auch Kodons für
Primer bereit, die für
eine Stellengerichtete Mutagenese unter Einbeziehung von Amplifikationen verwendet
werden. Diese Primer wurden ausgewählt, um in wirtschaftlicher
Weise die bevorzugten Aminosäuren
zu kodieren, aber sie kodieren, wie gezeigt, auch andere Aminosäuren oder
sogar ein Stopp-Kodon, was durch ein Z gekennzeichnet ist. Um Substitutionen
unter Verwendung solcher degenerierter Primer einzuführen, besteht
die am meisten wirksame Strategie darin, die Sammlung durchzumustern,
um Mutanten mit der gewünschen
Eigenschaft zu identifizieren und dann ihre DNA zu sequenzieren,
um herauszufinden, welche der möglichen
Substitutionen verantwortlich ist. Die Kodons sind in doppelsträngiger Form
gezeigt, mit dem Sinn-Strang oben, dem Antisinn-Strang unten. In
den Nukleinsäuresequenzen
ist R = (A oder g); Y = (C oder T); M = (A oder C); K = (g oder
T); S = (g oder C); W = (A oder T); H = (A, T oder C); B = (g, T
oder C); V = (g, A oder C); D = (g, A oder T); N = (A, C, g oder
T).
-
-
Beispiele
von Aminosäuren
mit polaren Seitengruppen, die mit polarisierbaren Seitengruppen
substituiert werden können,
umfassen z. B. solche der Tabelle C.
-
-
-
Eine
Aminosäure,
die in der Nähe
einer zweiten Aminosäure
innerhalb von etwa 0,5 nm der Chromphore liegt, kann nach einer
Substitution die Elektronen-Eigenschaften
der zweiten Aminosäure
verändern
und dadurch wiederum die Elektronen-Umgebung der Chromophore verändern. Tabelle
D stellt zwei solcher Aminosäuren
dar. Die Aminosäuren
L220 und V224 befinden sich in der Nähe von E222 und sind in derselben Richtung
in dem β-Faltblatt
orientiert.
-
-
Kristallkoordinaten
können
verwendet werden, um neu fluoreszierende Proteinmutationen durch
Computerverfahren zu entwerfen und Kristalldaten, einschließlich von
Koordinaten, können
in Vorrrichtungen gespeichert werden. Zum Beispiel kann die Vorrichtung
eine Speichervorrichtung umfassen und in der Vorrichtung können mindestens
10 Atomkoordinaten, ausgewählt
aus den in den 5-1 bis 5-28 aufgeführten Atomkoordinaten
gespeichert werden. Weitere Koordinaten können gespeichert werden in
Abhängigkeit
von der Komplexität
der Berechnungen oder der Aufgabe, die der Verwendung der Koordinaten
zugrunde liegt (z. B. etwa 100, 1000 oder mehr Koordinaten). Zum
Beispiel sind größere Anzahlen
von Koordinaten für
eine detailgetreuere Darstellung der Struktur des fluoreszierenden
Proteins wünschenswert.
Typischerweise ist die Speichervorrichtung eine computerlesbare
Vorrichtung, wie einen Code speichert, den sie als Input der Atomkoordinaten
empfängt.
Auch andere Speichermittel, die auf dem Gebiet bekannt sind, sind
einzubeziehen. Die computerlesbare Vorrichtung kann eine Diskette
oder eine Festplatte sein.
-
C. Herstellung von modifizierten
fluoreszierenden Proteinen mit langer Wellenlänge
-
Die
rekombinante Herstellung eines fluoreszierenden Proteins beinhaltet
die Expression eines Nukleinsäuremoleküls mit Sequenzen,
die für
das Protein kodieren.
-
In
einer Ausführungsform
kodiert die Nukleinsäure
für ein
Fusionsprotein, indem ein einzelnes Polypeptid den fluoreszierenden
Proteinrest innerhalb eines längeren
Polypeptids einschließt.
Das längere
Polypeptid kann ein zweites funktionelles Protein einschließen, beispielsweise
einen FRET-Partner oder ein Protein mit einer zweiten Funktion (z.
B. ein Enzym, Antikörper
oder ein anderes Bindeprotein). Nukleinsäuren, die für fluoreszierende Proteine
kodieren, sind als Ausgangsmaterialien verwendbar.
-
Die
fluoreszierenden Proteine können
als Fusionsproteine durch rekombinante DNA-Technologie hergestellt
werden. Die rekombinante Herstellung von fluoreszierenden Proteinen
beinhaltet die Expression von Nukleinsäuren mit Sequenzen, die für die Proteine
kodieren. Nukleinsäuren,
die für
die fluoreszierenden Proteine kodieren, können durch auf dem Gebiet bekannte
Verfahren erhalten werden. Fluoreszierende Proteine können durch
Stellen-spezifische Mutagenese von anderen Nukleinsäuren, die
für fluoreszierende
Proteine kodieren, oder durch Zufalls-Mutagenese, die ausgelöst wird,
indem die Fehlerrate der PCR des ursprünglichen Polynukleotids mit
0,1 mM MnCl2 und unausgeglichenen Nukleotidkonzentrationen
erhöht
wird, hergestellt werden. Siehe z. B. US-Patent Nr. 5,625,048, einegereicht
am 10. November 1994, oder die internationale Anmeldung WO 96/23810,
eingereicht am 10. November 1995. Die Nukleinsäure, die für ein grün fluoreszierendes Protein
kodiert, kann durch Polymerase-Kettenreaktion
von cDNA aus A. victoria unter Verwendung von Frimern, die auf der
DNA-Sequenz des grün
fluoreszierenden Proteins von A. victoria basieren, wie in 3 dargestellt,
isoliert werden. PCR-Verfahren sind z. B. beschrieben in US-Patent
Nr. 4,683,195; Mullis et al. (1987), Cold Spring Harbor Symp. Quant.
Biol. 51: 263; und Erlich, Hrsg., PCR Technology (Stockton Press, NY,
1989).
-
Die
Konstruktion von Expressionsvektoren und die Expression von Genen
in transfizierten Zellen beinhaltet die Verwendung von molekularen
Klonierungstechniken, die auch auf dem Gebiet bekannt sind. Sambrook
et al., Molecular Cloning – A
Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor,
NY (1989) und Current Protocols in Molecular Biology, F. M. Ausubel
et al., Hrsg., (Current Protocols, a joint venture between Greene
Pub lishing Associates, Inc. und John Wiley & Sons, Inc.). Der Expressionsvektor
kann bezüglich
der Funktion in Prokaryonten oder Eukaryonten durch Einschluss von
geeigneten Promotoren, Replikationssequenzen, Markern, usw. angepasst
werden.
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Nukleinsäuren, die
zur Transfektion von Zellen mit Sequenzen, die eine Expression des
Polypeptids von Interesse kodieren, verwendet werden, werden im
Allgemeinen in der Form eines Expressionsvektors vorliegen, einschließlich Expressionskontrollsequenzen,
die operativ an eine Nukleotidsequenz, die für eine Expression des Polypeptids
kodiert, gebunden sind. Der verwendete Ausdruck "Nukleotidsequenz, kodierend für eine Expression
von" eines Polypeptids
bezeichnet eine Sequenz, die nach Transfektion und Translation von mRNA
das Polypeptid erzeugt. Diese kann Sequenzen einschließen, die
z. B. Introns enthalten. Expressionskontrollsequenzen sind operativ
an eine Nukleinsäuresequenz
gebunden, wenn die Expressionskontrollsequenzen die Transkription
und, wenn zweckmäßig, die
Translation der Nukleinsäuresequenz
kontrollieren und regulieren. Daher können Expressionskontrollsequenzen
geeignete Promotoren, Enhancer, Transkriptions-Terminatoren, ein
Start-Kodon (d. h. ATG) vor einem Protein-kodierenden Gen, Splice-Signale
für Introns, die
Aufrechterhaltung des richtigen Leserasters des Gens, um eine saubere
Translation der mRNA zu ermöglichen,
und Stopp-Kodons einschließen.
-
Verfahren,
die dem Fachmann auf dem Gebiet gut bekannt sind, können verwendet
werden, um Expressionsvektoren, die die für das fluoreszierende Protein
kodierende Sequenz enthalten, und geeignete Transkriptions-/Translations-Kontrollsignale zu
konstruieren. Diese Verfahren schließen rekombinante in vitro-DNA-Techniken,
synthetische Techniken und in vivo-Rekombination/genetische Rekombination
ein. (Siehe z. B. die in Manniatis et al., Molecular Cloning, A
Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, N.Y., 1989, beschriebenen
Techniken).
-
Die
Transformation einer Wirtszelle mit rekombinanter DNA kann durch
für den
Fachmann bekannte konventionelle Techniken durchgeführt werden.
In Fällen,
in denen der Wirt prokaryontisch ist, wie E. coli, können kompetente
Zellen, die zur DNA-Aufnahme fähig
sind, aus Zellen hergestellt werden, die nach einer exponentiellen
Wachstumsphase geerntet worden sind, und anschließend durch
das CaCl2-Verfahren durch auf dem Gebiet
bekannte Prozeduren behandelt wor den sind. Alternativ können MgCl2 oder RbCl verwendet werden. Eine Transformation
kann auch durchgeführt
werden, nach Bildung eines Protoplasten der Wirtszelle oder durch
Elektroporation.
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Wenn
der Wirt ein Eukaryont ist, können
solche Verfahren zur Transfektion von DNA, wie Calciumphosphat-Co-Präzipitate,
konventionelle mechanische Verfahren wie Mikroinjektion, Elektroporation,
Insertion eines Plasmids, der in Liposomen eingekapselt ist, oder
Virusvektoren, verwendet werden. Eukaryontische Zellen können auch
mit DNA-Sequenzen co-transfiziert werden, die für das erimdungsgemäße Fusionspolypeptid
kodieren, und einem zweiten Fremd-DNA-Molekül, das für einen selektierbaren Phenotyp
kodiert, wie dem Herpes simplex-Thymidin-Kinase-Gen. Ein weiteres
Verfahren ist die Verwendung eines eukaryontischen viralen Vektors
wie Simian-Virus 40 (SV40) oder Rinder-Papillom-Virus, um eukaryontische Zellen
transient zu infizieren oder transformieren und das Protein zu exprimieren.
(Eukaroytic Viral Vectors, Cold Spring Harbor Laboratory, Gluzman
Hrsg., 1982). Vorzugsweise wird ein eukaryontischer Wirt als die
hier beschriebene Wirtszelle eingesetzt. Techniken zur Isolierung
und Aufreinigung der mikrobiell oder eukaryontisch exprimierten
erfindungsgemäßen Polypeptide
können
durch beliebige konventionelle Mittel, wie beispielsweise präparative
chromatographische Auftrennungen und immunologische Auftrennungen
wie solche, welche die Verwendung von monoklonalen oder polyklonalen
Antikörpern
oder Antigen beinhalten, sein.
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In
einer Ausführungsform
können
rekombinante fluoreszierende Proteine durch Expression der Nukleinsäure, die
für das
Protein kodiert, in E. coli hergestellt werden. Aequorea-verwandte
fluoreszierende Proteine werden am besten durch Zellen exprimiert,
die zwischen etwa 15°C
und 30°C
kultiviert werden, wobei höhere
Temperaturen (z. B. 37°C)
möglich
sind. Nach der Synthese sind diese Enzyme bei höheren Temperaturen (z. B. 37°C) stabil
und können
in Assays bei solchen Temperaturen verwendet werden.
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Eine
Reihe von Wirts-Expressionsvektorsystemen kann eingesetzt werden,
um die für
das fluoreszierende Protein kodierende Sequenz zu exprimieren. Diese
umfassen, sind aber nicht beschränkt
auf, Mikroorganismen wie Bakterien, die mit rekombinanten Bakteriophagen-DNA-,
Plasmid-DNA- oder Plasmid-DNA-Expressionsvektoren,
die eine für
das fluoreszierende Protein kodierende Sequenz enthalten, transformiert
worden sind, Hefe, die mit rekombinanten Hefe- Expressionsvektoren, die eine für das fluoreszierende
Protein kodierende Sequenz enthalten, transformiert worden sind;
Pflanzenzellsysteme, die mit rekombinanten Virus-Expressionsvektoren
(z. B. Blumenkohl-Mosaikvirus, CaMV; Tabak-Mosaikvirus, TMV) infiziert
worden sind oder mit rekombinanten Plasmid-Expressionsvektoren (z. B. Ti-Plasmid)
transformiert worden sind, die eine für das fluoreszierende Protein
kodierende Sequenz enthalten; Insektenzellsysteme, die mit rekombinanten
Virus-Expressionsvektoren (z. B. Baculovirus), die eine für das fluoreszierende
Protein kodierende Sequenz enthalten, infiziert worden sind; oder
Tierzellsysteme, die mit rekombinanten Virus-Expressionsvektoren
(z. B. Retroviren, Adenovirus, Vakzinia-Virus), die eine für das fluoreszierende
Protein kodierende Sequenz enthalten, infiziert worden sind, oder
transformierte Tierzellsysteme, die für eine stabile Expression konzipiert
worden sind.
-
In
Abhängigkeit
von dem eingesetzten Wirts-/Vektorsystem kann eine beliebige Anzahl
von geeigneten Transkriptions- und Translationselementen, einschließlich konstitutiver
und induzierbarer Promotoren, Transkriptions-Enhancer-Elementen, Transkriptions-Terminatoren,
usw. in dem Expressionsvektor verwendet werden (siehe z. B. Bitter
et al., Methods in Enzymology 153: 516–544, 1987). Zum Beispiel kann
für eine
Klonierung in bakteriellen Systemen induzierbare Promotoren wie
pL des Bakteriophagen α,
plac, ptrp, ptac (ptrp-lac-Hybrid-Promotor)
und dergleichen verwendet werden. Bei Klonierung in Säugetierzellsystemen
können
Promotoren, die sich von dem Genom von Säugetierzellen ableiten (z.
B. Metallothionein-Promotor) oder von Säugetierviren (z. B. dem retroviralen
long terminal repeat; dem adenoviralen späten Promotor, dem Vakzinia-Virus
7.5K-Promotor) verwendet werden. Promotoren, die durch rekombinante
DNA- oder synthetische Techniken hergestellt wurden, können auch
verwendet werden, um eine Transkription der eingeführten, für das fluoreszierende
Protein kodierenden Sequenz sicherzustellen.
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In
bakteriellen Systemen kann eine Anzahl von Expressionsvektoren vorteilhaft
ausgewählt
werden in Abhängigkeit
der Verwendung, die für
das exprimierte fluoreszierende Protein beabsichtigt ist. Zum Beispiel können Vektoren,
welche die Expression von hohen Spiegeln der Fusionsprotein-Produkte,
die leicht aufgereinigt sind, steuern, wünschenswert sein. Solche, die
so kontruiert werden, dass sie eine Spaltungsstelle enthalten, um
eine Wiedergewinnung des fluoreszierenden Proteins zu erleichtern,
sind bevorzugt.
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In
Hefe können
eine Anzahl von Vektoren, die konstitutive oder induzierbare Promotoren
enthalten, verwendet werden. Zur Übersicht siehe Current Protocols
in Molecular Biology, Bd. 2, Hrsg. Ausubel et al., Greene Publish.
Assoc. & Wiley
Interscience, Kapitel 13, 1988; Grant et al., Expression and Secretion
Vectors for Yeast, in Methods in Enzymology, Hrsg. Wu & Grossman, 31987,
Acad. Press, N.Y., Bd. 153, Seiten 516–544, 1987; Glover, DNA Cloning,
Bd. II, IRL Press, Wash., D.C., Kapitel 3, 1986, und Bitter, Heterologous Gene
Expression in Yeast, Methods in Enzymology, Hrsg. Berger & Kimmel, Acad.
Press, N.Y., Bd. 152, Seiten 673–684, 1987; und The Molecular
Biology of the Yeast Saccharomyces, Hrsg. Strathern et al., Cold
Spring Harbor Press, Bd. I und II, 1982. Ein konstitutiver Hefe-Promotor
wie ADH oder LEU2 oder ein induzierbarer Promotor wie GAL können verwendet
werden (Cloning in Yeast, Kapitel 3, R. Rothstein, in DNA Cloning,
Bd. 11, A Practical Approach, Hrsg. DM Glover, IRL Press, Wash.,
D.C., 1986). Alternativ können
Vektoren verwendet werden, welche die Einführung von Fremd-DNA-Sequenzen
in das Hefe-Chromosom fördern.
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In
Fällen,
in denen Pflanzen-Expressionsvektoren verwendet werden, kann die
Expression einer für das
fluoreszierende Protein kodierenden Sequenz durch einen beliebigen
einer Anzahl von Promotoren angetrieben werden. Zum Beispiel können virale
Promotoren wie die 35S-RNA- und 19S-RNA-Promotoren von CaMV (Brisson
et al., Nature 310: 511–514,
1984) oder der Hüllen-Protein-Promotor von TMV
(Takamatsu et al., EMBO J. 6: 307–311, 1987) verwendet werden;
alternativ können
Pflanzen-Promotoren wie die kleine Untereinheit von RUBISCO (Coruzzi
et al., 1984, EMBO J. 3: 1671–1680;
Broglie et al., Science 224: 838–843, 1984) oder Hitzeschock-Promotoren,
z. B. Sojabohnen-hsp17.5-E oder hsp17.3-B (Gurley et al., Mol. Cell.
Biol. 6: 559–565,
1986) verwendet werden. Diese Konstrukte können in Pflanzenzellen unter
Verwendung von Ti-Plasmiden,
Ri-Plasmiden, Pflanzenvirus-Vektoren, direkter DNA-Transformation,
Mikroinjektion, Elektroporation, usw. eingeführt werden. Für Übersichten
zu solchen Techniken siehe z. B. Weissbach & Weissbach, Methods for Plant Molecular
Biology, Academic Press, NY, Abschnitt VIII, Seiten 421–463, 1988;
und Grierson & Corey,
Plant Molecular Biology, 2. Auflage, Blackie, London, Kapitel 7–9, 1988.
-
Ein
alternatives Expressionssystem, das verwendet werden könnte, um
das fluoreszierende Protein zu exprimieren, ist ein Insektensystem.
In einem solchen System wird das nukleare Polyhedrosis-Virus von
Autographa californica (AcNPV) als ein Vektor verwendet, um Fremdgene
zu exprimieren. Das Virus wächst
in Spodoptera frugiperda-Zellen. Die für das fluoreszierende Protein
kodierende Sequenz kann in nicht-essentielle Regionen (z. B. dem
Polyhedrin-Gen) des Virus kloniert werden und unter der Kontrolle
eines AcNPV-Promotors (z. B. dem Polyhedrin-Promotor) gesetzt werden.
Eine erfolgreiche Insertion der für das fluoreszierende Protein
kodierenden Sequenz wird eine Inaktivierung des Polyhedrin-Gens und die Herstellung
von nicht-okkludentem rekombinantem Virus ergeben (d. h. Virus,
dem die proteinhaltige Hülle,
die durch das Polyhedrin-Gen kodiert wird, fehlt). Diese rekombinanten
Viren werden dann verwendet, um Spodoptera frugiperda-Zellen zu
infizieren, in denen das eingeführte
Gen exprimiert wird; siehe Smith et al., J. Viol. 46: 584, 1983; Smith,
US-Patent Nr. 4,215,051.
-
Eukaryontische
Systeme und vorzugsweise Säugetier-Expressionssysteme
ermöglichen,
dass saubere post-translationale Modifikationen von exprimierten
Säugetierproteinen
stattfinden. Eukaryontische Zellen, welche die zelluläre Maschinerie
für eine
saubere Verarbeitung des Primärtranskripts,
Glykosylierung, Phosphorylierung und vorteilhafterweise Sekretion
des Genprodukts besitzen, sollten als Wirtszellen für die Expression
des fluoreszierenden Proteins verwendet werden. Solche Wirtszellen
können
CHO, VERO, BHK, HeLa, COS, MDCK, Jurkat, HEK-293 und WI38 einschließen, sind
aber nicht darauf beschränkt.
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Säugetierzellsysteme,
welche die rekombinanten Viren oder viralen Elemente einsetzen,
um eine Expression anzutreiben, können konstruiert werden. Zum
Beispiel kann die für
das fluoreszierende Protein kodierende Sequenz an einen Adenovirus-Transkriptions-/Translations-Kontrollkomplex
liegiert werden, z. B. dem späten
Promotor und der dreiteiligen Leitsequenz. Dieses chimäre Gen kann
dann in das Adenovirus-Genom durch in vitro- oder in vivo-Rekombination
eingeführt
werden. Die Insertion in eine nicht-essentielle Region des viralen
Genoms (z. B. Region E1 oder E3) wird ein rekombinantes Virus hervorbringen,
das lebensfähig ist
und zur Expression des fluoreszierenden Proteins in infizierten
Wirten fähig
ist (z. B. siehe Logan & Shenk, Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 81: 3655–3659,
1984). Alternativ kann der 7.5K-Promotor von Vakzinia-Virus verwendet
werden (z. B. siehe Mackett et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 79:
7415–7419,
1982; Mackett et al., J. Virol. 49: 857–864, 1984; Panicali et al.,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 79: 4928–4931, 1982). Von besonderem Interesse
sind Vektoren, die auf dem Rinder-Papillom-Virus basieren, die die
Fähigkeit
haben, als extrachromosomale Elemente zu replizieren (Sarver et
al., Mol. Cell. Biol. 1: 486, 1981). Kurz nach dem Einschleusen dieser
DNA in Mäusezellen
repliziert das Plasmid mit etwa 100 bis 200 Kopien pro Zelle. Die
Transkription der eingeführten
cDNA benötigt
keine Integration des Plasmids in das Chromosom des Wirts, wobei
dadurch ein höherer
Expressionsspiegel erreicht wird. Diese Vektoren können für eine stabile
Expression verwendet werden, indem ein selektierbarer Marker in
das Plasmid eingeführt
wird, wie das neo-Gen. Alternativ kann das retrovirale Genom modifiziert
werden zur Verwendung als Vektor, der zur Einführung und Steuerung der Expression
des Gens für
das fluoreszierende Protein in Wirtszellen fähig ist (Cone & Mulligan, Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 81: 6349–6353,
1984). Hohe Expressionsspiegel können
auch unter Verwendung von induzierbaren Promotoren erreicht werden,
einschließlich,
aber nicht beschränkt
auf den Metallothionin-IIA-Promotor und Hitzeschock-Promotoren.
-
Das
funktionell modifizierte fluoreszierende Protein kann auch eine
Lokalisierungssequenz einschließen,
wie eine nukleare Lokalisierungssequenz, eine Lokalisierungssequenz
des endoplasmatischen Retikulums, eine Peroxisomen-Lokalisierungssequenz,
eine mitochondriale Lokalisierungssequenz oder ein lokalisiertes
Protein. Lokalisierungssequenzen können Zielsequenzen sein, die
z. B. in "Protein
Targeting", Kapitel 35
von Stryer L., Biochemistry (4. Auflage), W. H. Freeman, 1995, beschrieben
sind. Die Lokalisierungssequenz kann auch ein lokalisiertes Protein
sein. Einige wichtige Lokalisierungssequenzen umfassen solche, die den
Nukleus (KKKRK), das Mitochondrium (Amino-terminal MLRTSSLFTRRVQPSLFRNILRLQST),
das endoplasmatische Retikulum (KDEL am C-Terminus, vorausgesetzt
es ist eine Signalsequenz am N-Terminus), das Peroxisom (SKF am
C-Terminus), eine Prenylation oder Insertion in die Plasmamembran
(CaaX, CC, CXC oder CCXX am C-Terminus), die cytoplasmatische Seite
der Plasmamembran (Fusion an SNAP-25) oder den Golgi-Apparat (Fusion
an Furin) zum Ziel haben.
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Für eine langfristige
Herstellung von rekombinanten Proteinen mit hoher Ausbeute ist eine
stabile Expression bevorzugt. Statt der Verwendung von Expressionsvektoren,
die virale Replikationsstartpunkte enthalten, können Wirtszellen mit der cDNA
des fluoreszierenden Proteins, die durch geeignete Expressionskontrollelemente
kontrolliert wird (z. B. Promotor, Enhancer, Sequenzen, Transkriptions-Terminatoren,
Polyadenylierungsstellen, usw.) und einem selektierbaren Marker
transformiert werden. Der selektierbare Marker in dem rekombinanten
Plasmid verleiht eine Resistenz für die Selektion und ermöglicht es
den Zellen, das Plasmid stabil in deren Chromosomen zu integrieren
und dass sie wachsen, um Foci zu bilden, die wiederum kloniert und
in Zelllinien expandiert werden können. Zum Beispiel können nach
der Einführung
von Fremd-DNA modifizierte Zellen für 1 bis 2 Tage in einem angereicherten
Medium wachsen gelassen werden und dann in ein selektives Medium überführt werden.
Eine Anzahl von Selektionssystemen kann verwendet werden, einschließlich, aber
nicht beschränkt
auf Herpes simplex-Virus-Thymidinkinase- (Wigler et al., Cell 11:
223, 1977), Hypoxanthin-Guanin-Phosphoribosyltransferase- (Szybalska & Szybalski, Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 48: 2026, 1962) und Adenin-Phosphoribosyltransferase-Gene (Lowy
et al., Cell 22: 817, 1989) können
in tk–-,
hgprt–-
bzw. aprt–-Zellen
eingesetzt werden. Auch kann eine Anti-Metabolitenresistenz als Basis für eine Selektion für dhfr-,
das Resistenz gegenüber
Methotrexat verleiht (Wigler et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA
77: 3567, 1980; O'Hare
et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 8: 1527, 1981); gpt-, das Resistenz
gegenüber
Mycophenolsäure
verleiht (Mulligan & Berg,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 78: 2072, 1981); neo-, das Resistenz
gegenüber dem
Aminoglykosid G-418 verleiht (Colberre-Garapin et al., J. Mol. Biol.
150: 1, 1981) und hygro-, das Resistenz gegenüber Hygromycin verleiht (Santerre
et al., Gene 30: 147, 1984) Gene, verwendet werden. Kürzlich wurden
zusätzliche
selektierbare Gene beschrieben, nämlich trpB, die es den Zellen
ermöglichen,
Indol anstelle von Tryptophan zu verwerten; hisD, das es den Zellen
ermöglicht,
Histinol anstelle von Histidin zu verwerten (Hartman & Mulligan, Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 85: 8047, 1988) und ODC (Ornithindecarboxylase),
die Resistenz gegenüber
dem Ornithindecarboxylase-Inhibitor, 2-(Difluormethyl)-DL-ornithin,
DFMO (McConlogue L., in Current Communications in Molecular Biology,
Cold Spring Harbor Laboratory, Hrsg., 1987) verleiht.
-
DNA-Sequenzen,
die für
das erfindungsgemäße Fluoreszenz-Proteinpolypeptid
kodieren, können
in vitro durch DNA-Transfer in eine geeignete Wirtszelle exprimiert
werden. "Wirtszellen" sind Zellen, in
denen ein Vektor vermehrt werden kann und dessen DNA exprimiert
werden kann. Der Ausdruck umfasst auch jegliche Nachkommen der jeweiligen
Wirtszelle. Es soll so verstanden werden, dass alle Nachkommen nicht
identisch mit der Elternzelle sind, da Mutationen vorhanden sein
können,
die während
der Replikation auftreten. Jedoch sind solche Nachkommen mit eingeschlossen,
wenn der Ausdruck "Wirtszelle" verwendet wird.
Es sind Verfahren für
einen stabilen Transfer, d. h., wenn die Fremd-DNA kontinuierlich in dem Wirt gehalten
wird, auf dem Gebiet bekannt.
-
Der
Expressionsvektor kann in eine Wirtszelle zur Expression der rekombinanten
Nukleinsäure
transfiziert werden. Wirtszellen können auf hohe Expressionsspiegel
ausgewählt
werden, um das fluoreszierende Fusionsprotein aufzureinigen. E.
coli ist für
diesen Zweck verwendbar. Alternativ kann die Wirtszelle eine prokaryontische
oder eukaryontische Zelle sein, die ausgewählt wird, um die Aktivität eines
Enzyms, das durch die Zelle produziert wird, zu untersuchen. In
diesem Fall ist das Linker-Peptid so ausgewählt, dass es eine Aminosäuresequenz
einschließt,
die durch die Protease erkannt wird. Die Zelle kann z. B. eine kultivierte
Zelle oder eine Zelle in vivo sein.
-
Ein
Hauptvorteil der fluoreszierenden Fusionsproteine ist, dass sie über eine
normale Protein-Biosynthese hergestellt werden können, wobei dadurch vollständig eine
organische Synthese und das Erfordernis von angepassten, nicht-natürlichen
Aminosäure-Analoga
vermieden wird. Die Konstrukte können
in E. coli für in
vitro-Assays in großen
Mengen exprimiert werden. Eine Aufreinigung aus Bakterien wird erleichtert,
wenn die Sequenzen Polyhistidin-Tags für eine Ein-Schritt-Aufreinigung
mittels Nickel-Chelat-Chromatographie einschließen. Alternativ können die
Substrate direkt in einer gewünschten
Wirtszelle für
in situ-Assays exprimiert werden.
-
Weiterhin
kann die Nukleinsäuresequenz,
die für
das fluoreszierende Protein kodiert, in einem transgenen, nicht-humanen
Tier exprimiert werden.
-
Die "nicht-humanen Tiere" umfassen ein beliebiges
nicht-humanes Tier mit einer Nukleinsäuresequenz, die für ein fluoreszierendes
Protein kodiert. Solche nicht-humanen Tiere umfassen Vertebraten
wie Nager, nicht-humane Primaten, Schafe, Hunde, Kühe, Schweine,
Amphibien und Reptilien. Bevorzugte nicht-humane Tiere sind ausgewählt aus
der Nager-Familie einschließlich
der Ratte und der Maus, am meisten bevorzugt ist die Maus. Die "transgenen nicht-humanen Tiere" werden erzeugt,
indem "Transgene" in die Keimbahn des
nicht-humanen Tiers
eingeführt
werden. Embryonale Zielzellen bei verschiedenen Entwicklungsstadien können verwendet
werden, um Transgene einzuführen.
Es werden verschiedene Verfahren verwendet in Abhängigkeit
des Entwicklungsstadiums der embryonalen Zielzelle. Die Zygote ist
das beste Ziel für
eine Mikroinjektion. In der Maus erreicht der männliche Pro-Nukleus die Größe von etwa
20 μm im
Durchmesser, was eine reproduzierbare Injektion von 1–2 pl DNA-Lösung ermöglicht. Die Verwendung von
Zygoten als ein Ziel für
einen Gentrans fer weist einen Hauptvorteil auf, da in den meisten
Fällen
die injizierte DNA in das Wirts-Gen vor der ersten Spaltung eingeführt werden
wird (Brinster et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 82: 4438–4442, 1985).
Als eine Konsequenz werden alle Zellen des transgenen nicht-humanen
Tiers das eingeführte
Transgen tragen. Dies wird im Allgemeinen auch in der effizienten Übertragung
des Transgens auf Nachkommen des Gründertiers widergespiegelt werden,
da 50% der Keimzellen das Transgen in sich tragen werden. Eine Mikroinjektion
von Zygoten ist das bevorzugte Verfahren zum Einführen von
Transgenen bei der Durchführung der
Erfindung.
-
Der
Ausdruck "Transgen" wird verwendet,
um ein Tier zu beschreiben, das exogenes genetisches Material in
allen seinen Zellen beinhaltet. Ein "transgenes" Tier kann durch Kreuzzüchtung zweier
chimärer
Tiere erzeugt werden, die exogenes genetisches Material innerhalb
der Zellen beinhalten, die zur Reproduktion verwendet werden. 25%
der entstehenden Nachkommen werden transgen sein, d. h. Tiere, die
das exogene genetische Material in allen ihren Zellen in beiden
Allelen einschließen.
50% Der entstehenden Tiere werden das exogene genetische Material
innerhalb eines Allels einschließen und 25% werden kein exogenes
genetisches Material einschließen.
-
Eine
retrovirale Infektion kann auch verwendet werden, um ein Transgen
in ein nicht-humanes Tier einzuführen.
Das sich entwickelnde nicht-humane Embryo kann in vitro bis zum
Blastozysten-Stadium kultiviert werden. Während dieser Zeit können die
Blastomere Ziele für
eine retrovirale Infektion sein (Jaenich R., Proc. Natl. Acad. Sci.
USA 73: 1260–1264,
1976). Eine effiziente Infektion der Blastomere wird durch enzymatische Behandlung
bewirkt, um die Zona pellucida zu entfernen (Hogan et al. (1986),
in Manipulating the Mouse Embryo, Cold Spring Harbor Laboratory
Press, Cold Spring Harbor, N.Y.). Das zur Einführung des Transgens verwendete
virale Vektorsystem ist typischerweise ein Replikations-defizientes
Retrovirus, das das Transgen trägt (Jahner
et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 82: 6927–6931, 1985; Van der Putten
et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 82: 6148–6152, 1985). Eine Transfektion
wird leicht und effizient durch Kultivierung der Blastomere auf einer
Monoschicht der Virus-produzierenden Zellen erhalten (Van der Putten,
supra; Stewart et al., EMBO J. 6: 383–388, 1987). Alternativ kann
eine Infektion in einem späteren
Stadium durchgeführt
werden. Das Virus oder die Virus-produzierende Zellen können in
die Blastocoele injiziert werden (D. Jahner et al., Nature 298: 623–628, 1982).
Die meisten der Ur sprungstiere werden bezüglich des Transgens mosaikartig
sein, da eine Einführung
lediglich in eine Untergruppe der Zellen stattfindet, die das transgene
nicht-humane Tier bilden. Weiter kann das Gründertier verschiedene retrovirale
Insertionen des Transgens an unterschiedlichen Positionen innerhalb
des Genoms enthalten, die sich im Allgemeinen auf die Nachkommen
aufteilen werden. Zusätzlich
ist es möglich,
durch eine intrauterine retrovirale Infektion des sich im mittleren
Reifeprozess befindlichen Embryos Transgene in die Keimbahn einzuführen, obgleich
mit geringer Effizienz (D. Jahner et al., supra).
-
Ein
dritter Typ von Zielzelle für
eine transgene Einführung
ist die embryonale Stammzelle (ES). ES-Zellen werden aus Präimplantations-Embryonen
erhalten, die in vitro kultiviert wurden und mit Embryonen fusioniert
wurden (M. J. Evans et al., Nature 292: 154–156, 1981; M. O. Bradley et
al., Nature 309: 255–258,
1984; Gossler et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 83: 9065–9069, 1986;
und Robertson et al., Nature 322: 445–448, 1986). Transgene können effizient
in die ES-Zellen
durch DNA-Transfektion oder durch Retrovirus-vermittelte Transduktion
eingeführt
werden. Solche transformierten ES-Zellen können danach mit Blastozysten
von einem nicht-humanen Tier kombiniert werden. Die ES-Zellen kolonisieren
das Embryo danach und tragen zur Keimbahn des entstehenden chimären Tiers
bei. (Zur Übersicht
siehe Jaenisch R., Science 240: 1468–1474, 1988).
-
"Transformiert" bezeichnet eine
Zelle, in der (oder in einem Vorläufer von ihr) ein heterologes
Nukleinsäuremolekül mittels
rekombinanter Nukleinsäure-Techniken eingeführt worden
ist. "Heterolog" bezeichnet eine
Nukleinsäuresequenz,
die entweder aus einer anderen Spezies stammt oder die in ihrer
ursprünglichen Form
oder der in der Zelle chimär
exprimierten Form modifiziert worden ist.
-
"Transgen" bezeichnet ein DNA-Stück, das
künstlich
in eine Zelle eingeführt
wurde und Teil des Genoms des Organismus wird (d. h. das entweder
stabil integriert ist oder als ein stabiles extrachromosomales Element),
der sich von dieser Zelle entwickelt. Ein solches Transgen kann
ein Gen einschließen,
das teilweise oder vollständig
heterolog (d. h. fremd) zu dem transgenen Organismus ist, oder es
kann ein Gen sein, das homolog zu einem endogenen Gen des Organismus
ist. Eingeschlossen in diese Definition ist ein Transgen, das erzeugt
wird, indem eine RNA-Sequenz bereitgestellt wird, die in DNA transkribiert
wird und dann in das Genom eingeführt wird. Die erfindungsgemäßen Transgene
umfas sen DNA-Sequenzen, die für
das fluoreszierende Protein kodieren und die in einem transgenen
nicht-humanen Tier exprimiert werden können. Der hier verwendete Ausdruck "Transgen" schließt zusätzlich einen
beliebigen Organismus ein, dessen Genom durch in vitro-Manipulation
des frühen
Embryos oder des befruchteten Eis oder durch eine beliebige transgene
Technologie verändert
worden ist, um ein spezifisches Gen-knockout zu induzieren. Der
hier verwendete Ausdruck "Gen-knockout" bezeichnet die zielgerichtete
Zerstörung
eines Gens in vivo mit einem vollständigen Funktionsverlust, der
durch eine beliebige, auf dem Gebiet bekannte Technologie bewirkt
wurde. In einer Ausführungsform
sind transgene Tiere mit Gen-knockouts solche, in denen das Ziel-Gen
funktionsunfähig
gemacht wurde, indem eine Insertion durch homologe Rekombination
auf das Gen, das funktionsuntüchtig
gemacht werden soll, gerichtet wird. Der hier verwendete Ausdruck "transgen" schließt eine
beliebige transgene, auf dem Gebiet bekannte Technologie ein, die
einen Organismus erzeugen kann, der ein eingeführtes Transgen trägt oder
einer, bei dem ein endogenes Gen funktionsuntüchtig oder zum "knockout" gemacht wurde.
-
III. VERWENDUNGEN DER
MODIFIZIERTEN FLUORESZIERENDEN PROTEINE
-
Die
erfindungsgemäßen Proteine
sind in beliebigen Verfahren verwendbar, die fluoreszierende Proteine
einsetzen.
-
Die
modifizierten erfindungsgemäßen fluoreszierenden
Proteine sind als fluoreszierende Marker auf vielfältige Weise,
in der fluoreszierende Marker bereits Verwendung finden, verwendbar.
Dies schließt
z. B. die Kopplung von modifizierten fluoreszierenden Proteinen
an Antikörper,
Nukleinsäuren
oder andere Rezeptoren ein, zur Verwendung in Detektions-Assays
wie Immunoassays oder Hybridisierungs-Assays.
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Die
erfindungsgemäßen modifizierten
fluoreszierenden Proteine sind verwendbar, um die Bewegung von Proteinen
in Zellen zu verfolgen. In dieser Ausführungsform wird ein Nukleinsäuremolekül, das für das fluoreszierende
Protein kodiert, an ein Nukleinsäuremolekül, das für das Protein
von Interesse kodiert in einem Expressionsvektor, fusioniert. Nach
Expression innerhalb der Zelle kann das Protein von Interesse basierend auf
der Fluoreszenz lokalisiert werden. In einer anderen Version werden
zwei Proteine von Interesse mit zwei modifizier ten fluoreszierenden
Proteinen mit unterschiedlichen fluoreszierenden Eigenschaften fusioniert.
-
Die
erfindungsgemäßen modifizierten
fluoreszierenden Proteine sind in Systemen verwendbar, um die Induktion
der Transkription nachzuweisen. In bestimmten Ausführungsformen
wird eine Nukleotidsequenz, die für das modifizierte fluoreszierende
Protein kodiert, an Expressionskontrollsequenzen von Interesse fusioniert und
der Expressionsvektor wird in eine Zelle transfiziert. Die Induktion
des Promotors kann gemessen werden, indem die Expression nachgewiesen
wird und/oder die Fluoreszenz quantifiziert wird. Solche Konstrukte
können
verwendet werden, um Signalwege von dem Rezeptor bis zum Promotor
nachzuverfolgen.
-
Die
erfindungsgemäßen modifizierten
fluoreszierenden Proteine sind auch in Applikationen verwendbar,
bei denen FRET Einsatz findet. Solche Applikationen können Ereignisse
als eine Funktion der Bewegung von fluoreszierenden Spendern und
Akzeptoren zueinander oder voneinander weg nachweisen. Ein oder
beide der Spender-/Akzeptorpaare kann ein fluoreszierendes Protein
sein. Ein bevorzugtes Spender- und Rezeptorpaar für FRET-basierende
Assays ist ein Spender mit einer T203I-Mutation und ein Akzeptor
mit der Mutation T203X, worin X eine aromatische Aminosäure-39 ist,
insbesondere T203Y, T203W oder T203H. In einem besonders verwendbaren
Paar enthält
der Spender die folgenden Mutationen: S72A, K79R, Y145F, M153A und
T203I (mit einem Anregungs-Peak
bei 395 nm und einem Emissions-Peak bei 511 nm) und der Akzeptor enthält die folgenden
Mutationen: S65G, S72A, K79R und T203Y. Dieses spezielle Paar erlaubt
einen großen Abstand
zwischen den Anregungs- und Emissionsspitzen des Spenders und stellt
eine gute Überlappung
zwischen dem Emissionsspektrum des Spenders und dem Anregungsspektrum
des Akzeptors sicher. Andere in den Rotbereich verlagerte Mutanten,
wie z. B. die hier beschriebenen, können auch als Akzeptor in einem
solchen Paar verwendet werden.
-
In
einem Aspekt wird FRET verwendet, um die Spaltung eines Substrats
nachzuweisen, das den Spender und den Akzeptor an das Substrat auf
gegenüberliegenden
Seiten der Spaltungsstelle gekoppelt hat. Nach Spaltung des Substrats
trennt sich das Spender-/Akzeptorpaar physikalisch auf und eliminiert
FRET. Die Assays beinhalten das In-Kontakt-Bringen des Substrats
mit einer Probe und das Bestimmen einer qualitativen oder quantitativen Änderung
beim FRET. In einer Ausführungsform
wird das modifizierte fluoreszierende Protein als ein Substrat für β-Lactamase
verwendet. Beispiele solcher Substrate sind beschrieben in US-Patent Nr.
5,741,657, eingereicht am 20. März
1995, und der internationalen Anmeldung WO 96/30540, eingereicht am
20. März
1996. In einer anderen Ausführungsform
ist ein modifiziertes fluoreszierendes Protein-Spender-/Akzeptorpaar Teil
eines Fusionsproteins, das an ein Peptid mit einer proteolytischen
Spaltungsstelle gekoppelt ist. Solche fluoreszierenden Tandem-Proteine
sind in der US-Patentanmeldung 08/594,575, eingereicht am 31. Januar
1996, beschrieben.
-
In
einem weiteren Aspekt wird FRET verwendet, um Veränderungen
bei der Spannung über
einer Membran nachzuweisen. Ein Spender und ein Akzeptor werden
auf gegenüberliegenden
Seiten einer Membran so platziert, dass einer eine Übertragung über die
Membran als Folge einer Spannungsänderung durchmacht. Dies erzeugt
einen messbaren FRET. Ein solches Verfahren ist beschrieben im US-Patent
Nr. 5,661,035, eingereicht am 7. Juni 1995, und in der internationalen
Anmeldung WO 96/41166, eingereicht am 6. Juni 1996.
-
Das
modifizierte erfindungsgemäße Protein
ist für
die Herstellung von fluoreszierenden Substraten für Proteinkinasen
verwendbar. Solche Substrate bauen eine Aminosäuresequenz ein, die durch Proteinkinasen erkennbar
ist. Nach einer Phosphorylierung macht das modifiziere fluoreszierende
Protein eine Veränderung in
einer fluoreszierenden Eigenschaft durch. Solche Substrate sind
nützlich
zum Nachweis und zur Messung der Proteinkinase-Aktivität in einer
Probe von einer Zelle nach einer Transfektion und Expression des
Substrats. Vorzugsweise wird die Kinase-Erkennungsstelle innerhalb
von etwa 20 Aminosäuren
an einem Terminus des modifizierten fluoreszierenden Proteins platziert.
Die Kinase-Erkennungsstelle kann auch in einer Loop-Domäne des Proteins
platziert werden (siehe z. B. 1B.).
Verfahren zur Herstellung von fluoreszierenden Substraten für Proteinkinasen
sind beschrieben in der US-Patentanmeldung 08/680,877, eingereicht am
16. Juli 1996.
-
Eine
Protease-Erkennungsstelle kann auch in eine Loop-Domäne eingeführt werden.
Nach der Spaltung verändert
sich die fluoreszierende Eigenschaft in einer messbaren Weise.
-
Die
funktionellen modifizierten fluoreszierenden Proteine oder die Polynukleotide,
die für
diese funktionellen modifizierten fluoreszierenden Proteine kodieren, können in
einem Verfahren zum Identifizieren einer Testchemikalie verwendet
werden. Solche Verfahren umfassen das In-Kontakt-Bringen einer Testchemikalie mit
einer Probe, die einen biologischen Rest enthält, der mit einem funktionellen,
modifizierten fluoreszierenden Protein oder einem Polynukleotid,
das für
dieses funktionelle, modifizierte fluoreszierende Protein kodiert, markiert
ist. Durch Überwachung
der Fluoreszenz (d. h. einer fluoreszierenden Eigenschaft) von der
Probe, die das funktionelle modifizierte fluoreszierende Protein
enthält,
kann bestimmt werden, ob eine Testchemikalie aktiv ist. Kontrollen
können
mit einbezogen werden, um die Spezifität des Signals sicherzustellen.
Solche Kontrollen umfassen die Messungen einer fluoreszierenden
Eigenschaft in der Abwesenheit der Testchemikalie, in der Anwesenheit
einer Chemikalie mit einer erwarteten Aktivität (z. B. einem bekannten Modulator)
oder künstliche
Kontrollen (z. B. die Abwesenheit eines manipulierten fluoreszierenden
Proteins, der Abwesenheit eines Polynukleotids für das manipulierte fluoreszierende
Protein oder der Abwesenheit einer operablen Verbindung des manipulierten
fluoreszierenden Proteins).
-
Die
Fluoreszenz in der Gegenwart einer Testchemikalie kann größer oder
geringer sein als in der Abwesenheit dieser Testchemikalie. Zum
Beispiel kann die Testchemikalie die Genexpression herauf- oder
herunterregulieren, wenn das manipulierte fluoreszierende Protein
als Reporter der Genexpression verwendet wird. Für solche Screening-Arten wird
das Polynukleotid, das für
das funktionelle manipulierte fluoreszierende Protein kodiert, operativ
an ein genomisches Polynukleotid gebunden. Alternativ wird das funktionelle,
modifizierte fluoreszierende Protein an ein zweites funktionelles
Protein fusioniert. Diese Ausführungsform
kann verwendet werden, um die Lokalisation des zweiten Proteins
zu verfolgen oder um Protein-Protein-Interaktionen unter Verwendung
von Energietransfer zu verfolgen.
-
IV. VERFAHRENSWEISEN
-
Die
Fluoreszenz in einer Probe wird unter Verwendung eines Fluorimeters
gemessen. Im Allgemeinen geht die Anregungsstrahlung von einer Anregungsquelle
mit einer ersten Wellenlänge
durch die Anregungsoptiken hindurch. Die Anregungsoptiken erzeugen
die Anregungsstrahlung, um die Probe anzuregen. Als Antwort darauf
emittieren fluoreszierende Proteine in der Probe eine Strahlung,
die eine Wellenlänge
besitzt, die sich von der Anregungswellenlänge unterscheidet. Sammeloptiken
sammeln dann die Emissionsstrahlung von der Probe ein.
-
Die
Vorrichtung kann ein Temperaturkontrallgerät einschließen, um die Probe bei einer
bestimmten Temperatur zu halten, während sie durchmustert wird.
Gemäß dieser
einen Ausführungsform
bewegt eine Multi-Achsen-Übertragungsbühne eine
Mikrotiterplatte, die eine Vielzahl von Proben hält, um verschiedene Vertiefungen
zur Exposition in Position zu bringen. Die Multi-Achsen-Übertragungsbühne, das
Temperaturkontrollgerät,
das Autofocus-Element
und die Elektroniken, die mit der Bilderzeugung und der Datensammlung
verbunden sind, können
durch einen in geeigneter Weise programmierten digitalen Computer
verwaltet werden. Der Computer kann auch die gesammelten Daten während des
Assays in eine andere Form zur Präsentation umwandeln. Dieser
Prozess kann im kleinen Format und automatisiert ablaufen, um das
Screening von vielen Tausend Verbindungen zu ermöglichen.
-
Verfahren
zur Durchführung
von Assays auf fluoreszierenden Materialien sind auf dem Gebiet
bekannt und z. B. beschrieben in Lakowicz, J. R., Principles of
Fluorescence Spectroscopy, New York: Plenum Fress (1983); Herman,
B., Resonance energy transfer microscopy, in: Fluorescence Microscopy
of Living Cells in Culture, Teil B, Methods in Cell Biology, Bd.
30, Hrsg. Taylor, D. L. & Wang,
Y. L., San Diego: Academic Press (1989), Seiten 219–243; Turro,
N. J., Modern Molecular Photochemistry, Menlo Park: Benjamin/Cummings
Publishing Col., Inc. (1978), Seiten 296–361.
-
Die
folgenden Beispiele dienen der Veranschaulichung nicht, jedoch der
Beschränkung.
-
BEISPIELE
-
Als
eine Stufe zum Verständnis
der Eigenschaften von GFP und als Hilfe, um GFPs mit veränderten Eigenschaften
entsprechend zu konstruieren, haben wir die dreidimensionale Struktur
der S65T-Mutante von GFP aus A. victoria mit einer Auflösung von
1,9 Å bestimmt
(R. Heim et al., Nature 373: 664–665 (1995)). Diese Mutante
entält
auch die ubiquitäre
Q80R-Substitution, die zufällig
bei der frühen
Verbreitung der GFP-cDNA eingeführt
worden ist und nicht dafür
bekannt ist, eine Wirkung auf die Proteineigenschaften zu haben
(M. Chalfie et al., Science 263: 802–805 (1994)).
-
Histidin-Tag-markiertes
S65T-GFP (R. Heim et al., Nature 373: 664–665 (1995)) wurde in JM109/pRSETB in 4 l YT-Brühe plus Ampicillin bei 37°C, 450 Upm
und 5 l/min Luftzufuhr überexprimiert.
Die Temperatur wurde auf 25°C
bei A595 = 0,3 abgesenkt, gefolgt von einer
Induktion mit 1 mM Isopropylthiogalactosid für 5 Stunden. Die Zellpaste
wurde bei –80°C über Nacht
gelagert und dann in 50 mM HEPES, pH 7,9, 0,3 M NaCl, 5 mM 2-Mercaptoethanol,
0,1 mM Phenylmethyl-Sulfonylfluorid (PMSF) resuspendiert, einmal über eine French-Presse
bei 10 000 psi durchlaufen gelassen und dann mit 20 K Upm für 45 min
zentrifugiert. Der Überstand
wurde auf eine Ni-NTA-Agarose-Säule
(Qiagen) aufgetragen, gefolgt von einem Waschschritt mit 20 mM Imidazol
und dann mit 100 mM Imidazol eluiert. Grüne Fraktionen wurden gepoolt
und einer chymotryptischen Proteolyse (Sigma) (1 : 50 w/w) für 22 Stunden
bei Raumtemperatur ausgesetzt. Nach Zusatz von 0,5 mM PMSF wurde
der Verdau erneut auf die Ni-Säule
aufgetragen. Die N-terminale Sequenzierung bestätigte das Vorkommen des korrekten
N-terminalen Methionins. Nach Dialyse gegen 20 mM HEPES, pH 7,5,
und einer Konzentration bei A490 = 20 wurden
stäbchenförmige Kristalle
bei Raumtemperatur in hängenden
Tropfen, die 5 μl
Protein und 5 μl
Vertiefungslösung,
22–26%
PEG 4000 (Serva), 50 mM HEPES, pH 8,0–8,5, 50 mM MgCl2 und
10 mM 2-Mercaptoethanol
enthielten, innerhalb von 5 Tagen erhalten. Die Kristalle waren
0,05 mm breit und bis zu 1,0 mm lang. Die Raum-Gruppe beträgt P212121 mit
a = 51,8, b = 62,8, c = 70,7 Å,
Z = 4. Es wurden zwei Kristallformen von Wildtyp-GFP, die mit der gegenwärtigen Form
nicht verwandt sind, von M. A. Perrozo, K. B. Ward, R. B. Thompson & W. W. Ward.,
J. Biol. Chem. 203, 7713–7716
(1988), beschrieben.
-
Die
Struktur von GFP wurde durch multiples isomorphes Ersetzen und durch
unregelmäßige Streuung (Tabelle
E), Lösungsmittel-Abflachung,
Phasenkombination und einer kristallographischen Verfeinerung bestimmt.
Das am bemerkenswerteste Merkmal der Faltung von GFP ist ein 11-strängiges β-Faltblatt,
das eine einzelne zentrale Helix umwickelt (1A und 1B),
wobei jeder Strang aus etwa 9–13
Resten besteht. Das Blatt bildet einen beinahe perfekten Zylinder
mit einer Länge
von 42 Å und
einem Durchmesser von 24 Å. Die
N-terminale Hälfte
des Polypeptids umfasst drei anti-parallele Stränge, die zentrale Helix und
dann drei weitere anti-parallele Stränge, wobei sich der letztere
(Reste 118–123)
parallel zum N-terminalen Strang (Reste 11–23) befindet. Das Polypeptid-Rückgrat kreuzt
dann den "Boden" des Moleküls, um die
zweite Hälfte
des Blatts in einem 5-strängigen
Greek-Key-Motiv zu bilden. Das obere Ende des Zylinders wird durch
drei kurze verformte helikale Segmente eingekapselt, während ein
kurzes, sehr verformtes helikales Segment den Boden des Zylinders
einkapselt. Die Wasserstoffbindung der Hauptkette, welche die Oberfläche des
Zylinders durchzieht, ist sehr wahrscheinlich für die ungewöhnliche Stabilität des Proteins
gegenüber
einer Denaturierung und Proteolyse verantwortlich. Es gibt keine
großen
Segmente des Polypeptids, die ausgeschnitten werden könnten, während die
Intaktheit der Schale um das Chromophor bewahrt bleibt. Es würde daher
schwierig erscheinen, GFP neu zu konstruieren, um dessen Molekulargewicht
mit einem großen
Prozentsatz zu reduzieren (J. Dopf & T. M. Horiagon, Gene 173: 39–43 (1996)).
-
Die
p-Hydroxybenzylidenimidazolidinon-Chromophore (C. W. Cody et al.,
Biochemistry 32: 1212–1218 (1993))
wird vollständig
vom Großteil
des Lösungsmittels
geschützt
und ist in dem Molekül
zentral lokalisiert. Die vollständige
und vermutlich starre Einkapselung ist vermutlich für die kleine
Stokes-Verschiebung
(d. h. der Wellenlängenunterschied
zwischen den Anregungs- und Emissionsmaxima), die hohe Quantenausbeute
an Fluoreszenz, dem Unvermögen
von O2, den angeregten Zustand zu löschen (B.
D. Nageswara Rao et al., Biophys. J. 32: 630–632 (1980)) und die Resistenz
der Chromophore gegenüber
einer Titration des externen pH's
(W. W. Ward, Bioluminescence and Chemiluminescence (M. A. DeLuca
und W. D. McElroy, Hrsg.), Academic Press, Seiten 235–242 (1981);
W. W. Ward & S.
H. Bokman, Biochemistry 21: 4535–4540 (1982); W. W. Ward et
al., Photochem. Photobiol. 35: 803–808 (1982)) verantwortlich.
Es ermöglicht
einem auch, gedanklich zu erfassen, warum eine Fluorophoren-Bildung ein spontaner
intramolekularer Prozess sein sollte (R. Heim et al., Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 91: 12501–12504
(1994)), da es schwierig ist, sich vorzustellen, wie ein Enzym Zugang
zum Substrat gewinnen könnte.
Die Ebene der Chromophore ist etwa senkrecht (60°) zu der Symmetrieachse des
umgebenden Blatts. Eine Seite der Chromophore befindet sich gegenüber einer überraschend großen Höhle, die
ein Volumen von etwa 135 Å3 einnimmt (B. Lee & F. M. Richards, J. Mol. Biol. 55:
379–400 (1971)).
Die atomaren Radien entsprechen denen, die Lee & Richards mit Hilfe des Programms
MS, mit einem Sondenradius von 1,4 Å berechnet haben (M. L. Connolly,
Science 221: 709–713
(1983)). Die Höhle
weitet sich nicht durch den Großteil
des Lösungsmittels
aus. Es befinden sich vier Wassermoleküle in der Höhle und bilden eine Kette von
Wasserstoffbindungen, welche die verdeckten Seitenketten von Glu222 und Gln69 verbinden. Man
würde erwarten,
dass eine solch große
Höhle,
wenn sie nicht besetzt ist, das Protein um mehrere kcal/mol destabilisiert
(S. J. Hubbard et al., Protein En gineering 7: 613–626 (1994);
A. E. Eriksson et al., Science 255: 178–183 (1992)). Ein Teil des
Volumens der Höhle
könnte
die Konsequenz der Kompartitierung sein, die auf eine Zyklisierung
und Dehydrations-Reaktionen zurückzuführen ist.
Die Höhle
könnte
auch vorübergehend
das Oxidationsmittel beherben, vermutlich O2 (A.
B. Cubitt et al., Trends Biochem. Sci. 20: 448–455 (1995); R. Heim et al.,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 12501–12504 (1994); S. Inouye & F. I. Tsuji,
FEBS Lett. 351: 211–214
(1994)), das die α-β-Bindung
von Tyr66 dehydrogeniert. Die Chromophore,
die Höhle
und die Seitenketten, die mit der Chromophore in Kontakt sind, sind
in 2A gezeigt und ein Teil der endgültigen Elektronendichte-Karte
ist in diesem Bereich in 2B.
-
Die
gegenüberliegende
Seite der Chromophore ist gegen mehrere aromatische und polare Seitenketten
gepackt. Von besonderem Interesse ist das aufwendige Netzwerk von
polaren Interaktionen mit der Chromophore (2C). His148, Thr203 und Ser205 bilden Wasserstoffbindungen mit der phenolischen
Hydroxylgruppe; Arg96 und Gln94 interagieren
mit der Carbonylgruppe des Imidazolidinonrings und Glu222 bildet
eine Wasserstoffbindung mit der Seitenkette von Thr65.
Zusätzliche
polare Interaktionen wie Wasserstoffbindungen an Arg96 von
der Carbonylgruppe von Thr62 und der Carbonylgruppe
der Seitenkette von Gln183 stabilisieren
vermutlich das verborgene Arg96 in dessen
protonierter Form. Die verborgene Ladung wiederum legt nahe, dass eine
teilweise negative Ladung auf dem Sauerstoff der Carbonylgruppe
des Imidazolidinonrings der deprotonierten Fluorophore vorhanden
ist, was kürzlich
vorgeschlagen worden ist (W. W. Ward., Bioluminescence and Chemiluminescence
(M. A. DeLuca und W. D. McElroy, Hrsg.), Academic Press, Seiten
235–242
(1981); W. W. Ward & S.
H. Bokman, Biochemistry 21: 4535–4540 (1982); W. W. Ward et
al., Photochem. Photobiol. 35: 803–808 (1982)). Arg96 ist
vermutlich für
die Bildung der Fluorophore essentiell und kann dazu beitragen,
den anfänglichen
Ringschluss zu katalysieren. Schließlich zeigt Tyr145 eine
typische stabilisierende Edge-Face-Interaktion mit dem Benzylring.
Trp57, das einzige Tryptophan in GFP, ist
13 Å bis
15 Å von
der Chromophore entfernt und die langen Achsen der zwei Ringsysteme
sind beinahe parallel. Dies zeigt, dass ein effizienter Energietransfer
zum Letzteren erfolgen sollte und erklärt, warum keine getrennte Tryptophan-Emission
beobachtbar ist (D. C. Prasher et al., Gene 111: 229–233 (1992).
Die zwei Cysteine in GFP, Cys48 und Cys70, liegen 24 Å auseinander, zu weit, um
eine Disulfidbrücke
auszubilden. Von einem solchen Reagenz, 5,5'-Dithiobis(2-nitrobenzolsäure), ist
berichtet worden, dass es GFP markiert und dessen Fluoreszenz löscht (S.
Inouye & F. I. Tsuji,
FEBS Lett. 351: 211–214
(1994)). Diese Wirkung ist auf das Erfordernis einer freien Sulfhydrylgruppe zurückzuführen, könnte aber
auch ein spezifisches Löschen
durch den 5-Thio-2-nitrobenzoatrest widerspiegeln, der an Cys48 gebunden sein würde.
-
Obwohl
die Elektronendichte-Karte bei den meisten Teilen mit der vorgeschlagenen
Struktur der Chromophore in der cis[Z-]-Konfiguration übereinstimmt
(D. C. Prasher et al., Gene 111: 229–233 (1992); C. W. Cody et
al., Biochemistry 32: 1212–1218
(1993)), ohne dass es einen Beweis für eine substantielle Fraktion des
gegenteiligen Isomers um die Doppelbindung der Chromophore gibt,
werden verschiedene Merkmale bei > 4 σ bei der
endgültigen
(F0-Fc)Elektronendichte-Karte festgestellt,
die entweder als Darstellung des intakten, nicht-zyklisierten Polypeptids
oder eines Carbinolamins interpretiert werden können (Einfügung in 2C). Dies
legt nahe, dass eine signifikante Fraktion, vielleicht mehr als
30% der Moleküle
in dem Kristall, keine finale Dehydrations-Reaktion durchgemacht
haben. Eine Bestätigung,
die für
eine unvollständige
Dehydration spricht, stammt aus der Elektrospray-Massenspektrometrie,
die in konsistenter Weise zeigt, dass die Durchschnittsmassen sowohl
des Wildtyp- als auch des S65T-GFP
(31086 ± 4
bzw. 31099,5 ± 4
Da) um 6–7
Da größer sind
als für
die vollständig
ausgereiften Proteine vorhergesehen (31079 bzw. 31093 Da). Eine
solche Diskrepanz könnte
durch eine 30–35%ige
molare Fraktion von Apoprotein oder Carbinolamin mit einem 18 oder 20
Da höheren
Molekulargewicht erklärt
werden. Die natürliche
Anreicherung von 13C und 2H
und die begrenzte Auflösung
des für
diese Messungen verwendeten Hewlett-Packard 5989B-Elektrospray-Massenspektrometers
erlauben keine Auflösung
der individuellen Spitzen, sondern ergeben eine durchschnittliche
Massenspitze mit einer vollen Breite bei einem Halbmaximum von etwa
15 Da. Die gezeigten Molekulargewichte umfassen den His-Tag, der
die Sequenz MRGSHHHHHH GMASMTGGQQM GRDLYDDDDK DPPAEF (SEQ ID NO:
5) aufweist. GFP-Mutanten, welche die Effizienz der Fluorphoren-Reifung
erhöhen,
könnten
etwas hellere Präparationen
hervorbringen. In einem Modell für
das Apoprotein, liegt die Thr65-Tyr66-Peptidbindung
etwa in der α-helikalen
Konformation vor, während
das Peptid von Tyr66-Gly67 beinahe
senkrecht zur Helixachse über
dessen Interaktion mit Arg96 zu stehen scheint.
Dies stützt
weiter die Annahme, dass Arg96 zur Herstellung
der Konformation, die für
eine Zyklisierung notwendig ist, wichtig ist und möglicherweise
auch, um den Angriff von Gly67 auf den Carbonyl-Kohlenstoff
von Thr65 zu fördern (A. B. Cubitt et al.,
Trends Biochem. Sci. 20: 448–455 (1995)).
-
Die
Ergebnisse von früheren
Zufalls-Mutagenesen deuteten darauf hin, dass mehrere Aminosäuren-Seitengruppen
wesentliche Wirkungen auf die Spektren haben und das Atommodell
bestätigt,
dass diese Reste in der Nähe
der Chromophore liegen. Die Mutationen T203I und E222G haben starke,
aber gegensätzliche
Auswirkungen auf das Absorptionsspektrum (T. Ehrig et al., FEBS
Letters 367: 163–166
(1995)). T203I (mit Wildtyp-Ser65) fehlt
die Absorptionsspitze bei 475 nm, die normalerweise der anionischen
Chromophore zuzurechnen ist, und zeigt lediglich die Spitze bei
395 nm, von der angenommen wird, dass sie die neutrale Chromophore
widerspiegelt (R. Heim et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 12501–12504 (1994);
T. Ehrig et al., FEBS Letters 367: 163–166 (1995)). Tatsächlich ist
Thr203 an den Phenol-Sauerstoff der Chromophore über Wasserstoff
gebunden, so dass das Ersetzen durch Ile eine Ionisierung des Phenol-Sauerstoffs
verhindern sollte. Eine Mutation von Glu222 zu
Gly (T. Ehrig et al., FEBS Letters 367: 163–166 (1995)) hat im Wesentlichen dieselbe
spektroskopische Wirkung wie das Ersetzen von Ser65 durch
Gly, Ala, Cys, Val oder Thr, nämlich
die Spitze bei 395 nm und zugunsten einer Spitze bei 470–490 nm
zu suprimieren (R. Heim et al., Nature 373: 664–665 (1995); S. Delagrave et
al., Bio/Technology 13: 151–154
(1995)). Tatsächlich
sind Glu222 und der Rest von Thr65 miteinander über Wasserstoff in der gegenwärtigen Struktur
gebunden, vermutlich mit der ungeladenen Carboxylgruppe von Glu222, die als Spender wirkt, für den Sauerstoff
der Seitengruppe von Thr65. Die Mutationen
E222G, S65G, S65A und S65V würden
alle solche H-Bindungen supprimieren. Um zu erklären, warum lediglich das Wildtyp-Protein
beide Anregungsspitzen aufweist, wird angenommen, dass Ser65, im Gegensatz zu Thr65,
eine Konformation annehmen kann, in der dessen Hydroxylgruppe eine
Wasserstoffbindung zur Verfügung
stellt, und Glu222 als ein Anion, dessen
Ladung dann eine Ionisierung der Chromophore inhibiert, stabilisiert.
Die Struktur erklärt
auch, warum manche Mutationen neutral erscheinen. Zum Beispiel ist
Gln80 ein Oberflächenrest, der weit von der
Chromophore entfernt liegt, was erklärt, warum dessen zufällige und
ubiquitäre
Mutation zu Arg keine offensichtliche intramolekulare spektroskopische
Wirkung zu haben scheint (M. Chalfie et al., Science 263: 802–805 (1994)).
-
Die
Entwicklung von GFP-Mutanten mit rot verlagerten Anregungs- und
Emissionsmaxima stellt eine interessante Wandlung bei der Protein-Konstruktion
dar (A. B. Cubitt et al., Trends Biochem. Sci. 20: 448–455 (1995);
R. Heim et al., Nature 373: 664–665
(1995); S. Delagrave et al., Bio/Technology 13: 151–154 (1995)). Solche
Mutanten würden
auch zum Vermeiden einer zellulären
Autofluoreszenz bei kurzen Wellenlängen, für ein gleichzeitiges mehrfarbiges
Anzeigen der Aktivität
von zwei oder mehreren zellulären
Prozessen und zur Bewertung des Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfers
als ein Signal einer Protein-Protein-Interaktion
wertvoll sein (R. Heim & R.
Y. Tsien, Current Biol. 6: 178–182
(1996)). Ausgiebige Versuche mittels Zufalls-Mutagenese haben das
Emissionsmaximum um maximal 6 nm zu den längeren Wellenlängen nach
514 nm verschoben (R. Heim & R.
Y. Tsien, Current Biol. 6: 178–182
(1996)); kürzlich
beschriebene "nach
Rot verlagerte" Mutanten
supprimieren lediglich die Anregungsspitze bei 395 nm zugunsten
der Spitze bei 475 nm ohne eine signifikante Rot-Verschiebung der
Emission bei 505 nm (S. Delagrave et al., Bio/Technology 13: 151–154 (1995)).
Da Thr203 benachbart zum Phenol-Ende der
Chromophore liegt, mutierten wir es zu polaren aromatischen Resten
wie His, Tyr und Trp in der Hoffnung, dass die zusätzliche
Polarisierbarkeit von deren π-Systemen
die Energie des angeregten Zustands der benachbarten Chromophore
erniedrigen würde.
Alle drei Substitutionen verlagerten tatsächlich die Emissionsspitze
zu mehr als 520 nm (Tabelle F). Eine besonders wirkungsvolle Mutation
war T203Y/S65G/V68L/S72A mit Anregungs- und Emissionsspitzen bei
513 bzw. 527 nm. Diese Wellenlängen
unterscheiden sich ausreichend von früheren GFP-Mutanten und sind leicht mittels geeigneter
Filtersätze
auf einem Fluoreszenzmikroskop unterscheidbar. Der Extinktionskoeffizient,
36 500 M–cm–1, und
die Quantenausbeute, 0,63, sind beinahe so hoch wie die von S65T
(R. Heim et al., Nature 373: 664–665 (1995)).
-
Ein
Vergleich von GFP aus Aequorea mit anderen Proteinpigmenten ist
lehrreich. Leider wurde dessen am nächsten charakterisiertes Homolog,
das GFP aus der Weichkoralle Renilla reniformis (O. Shimomura und F.
H. Johnson, J. Cell. Comp. Physiol. 59: 223 (1962); J. G. Morin
und J. W. Hastings, J. Cell. Physiol. 77: 313 (1971); H. Morise
et al., Biochemistry 13: 2656 (1974); W. W. Ward, Photochem. Photobiol.
Reviews (Smith, K. C. Hrsg.) 4: 1 (1979); W. W. Ward, Bioluminescence
and Chemiluminescence (M. A. DeLuca und W. D. McElroy, Hrsg.), Academic
Press, Seiten 235–242
(1981); W. W. Ward & S.
H. Bokman, Biochemistry 21: 4535–4540 (1982); W. W. Ward et
al., Photochem. Photobiol. 35: 803–808 (1982)) wurde nicht sequenziert oder
kloniert, obwohl dessen Chromophore von derselben FSYG-Sequenz abstammt
wie in dem Wildtyp-GFP von Aequorea (R. M. San Pietro et al., Photochem.
Photobiol. 57: 63S (1993)). Das nächste Analog, für das eine
dreidimensionale Struktur verfügbar
ist, ist die des photoaktiven Gelb- Proteins (PYP, G. E. O. Borgstahl et
al., Biochemistry 34: 6278–6287
(1995)), ein 14-kDa-Photorezeptor aus halophilen Bakterien. PYP
absorbiert in dessen nativem Dunkelzustand maximal bei 446 nm und überträgt Licht
mit einer Quantenausbeute von 0,64, was in etwa dem langwelligen
Absorptionsmaximum bei etwa 475 nm der Wildtyp-GFPs und einer Fluoreszenz-Quantenausbeute
von 0,72–0,85
entspricht. Die grundlegende Chromophore in beiden Proteinen ist
eine anionische p-Hydroxycinnamylgruppe, die kovalent an das Protein über eine
Thioester-Bindung in PYP und einer heterocyclischen Iminolactamgruppe
in GFP gebunden ist. Beide Proteine stabilisieren die negative Ladung
auf der Chromophore mit Hilfe verborgener kationischer Arginin-
und neutraler Glutaminsäuregruppen, Arg52 und Glu46 in PYP
und Arg96 und Glu222 in
GFP; obwohl die Reste in PYP in der Nähe des Oxyphenylrings liegen,
wohingegen sie in GFP näher
am Carbonyl-Ende der Chromophore liegen. Jedoch hat PYP eine Gesamt-α-β-Faltung mit einer angemessenen
Flexibilität
und Signal-Transduktions-Domänen, um
es ihm zu ermöglichen,
die zellulären
phototaktische Antwort zu vermitteln, während GFP ein viel reguläreres und
starres β-Blatt
ist, um eine parasitische Zerstreuung der Energie des angeregten
Zustands als Konformations-Bewegungen zu minimieren. GFP ist ein
schönes
Beispiel, wie eine sichtbar wahrnehmbare und extrem nützliche Funktion,
eine effiziente Fluoreszenz, spontan durch eine zusammengehaltene
und effiziente Proteinstruktur erzeugt werden kann.
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A. Zusammenfassung der
Bestimmung der GFP-Struktur
-
Die
Daten wurden bei Raumtemperatur im Gebäudeinneren unter Verwendung
von Molecular Structure Corp. R-Achsen II oder San Diego Multiwire
Systems (SDMS)-Detektoren (Cu☐) gesammelt und später bei
Beamline X4A am Brookhaven National Laboratory an der Absorptionskante
(☐ = 0,979 Å)
von Selen unter Verwendung von Bild-Platten gesammelt. Die Daten
wurden unter Verwendung des HKL-Pakets bewertet (Z. Otwinowski,
in Proceedings of the CCP4 Study Weekend: Data Collection and Processing,
L. Sawyer, N. Issacs, S. Bailey, Hrsg. (Science and Engineering
Research Council (SERC), Daresbury Laboratory, Warrington, UK, (1991)),
Seiten 56–62;
W. Minor, XDISPLAYF (Purdue University, West Lafayette, Ind., 1993))
oder der SDMS-Software (A. J. Howard et al., Meth. Enzymol. 114:
452–471
(1985)). Jeder Datensatz wurde von einem einzelnen Kristall gesammelt.
Das Eintauchen von schweren Atomen wurde bei 2 mM in Stammflüssigkeit
für 2 Tage
durchgeführt.
Die anfänglichen
Elektronendichte- Karten
basierten auf drei Derivaten schwerer Atome unter Verwendung von
in-house-Daten,
die dann später
mit den Synchrotron-Daten ersetzt wurden. Die EMTS-Differenz-Patterson-Karte
wurde nach Prüfung
gelöst
und dann verwendet, um Differenz-Fourier-Karten der anderen Derivate
zu berechnen. Eine "lack
of closure"-Verfeinerung
der Parameter der schweren Atome wurde unter Verwendung des Protein-Pakets
durchgeführt
(W. Steigemann, Doktorarbeit, Technische Universität, München, 1974).
Die MIR-Karten waren viel schlechter als die Gesamtwertungszahl
vermuten lassen würde
und es war klar, dass die isomorphen EMTS-Differenzen die Phasenbildung
dominierten. Die verstärkte anomale
Okupanz für
die Synchrotron-Daten stellten eine Teillösung für das Problem bereit. Es ist
zu bemerken, dass die Phasenleistung bei den Synchrotron-Daten reduziert
war, jedoch blieb die Wertungszahl unverändert. Alle experimentellen
Elektronendichte-Karten wurden durch Lösungsmittel-Abflachung unter verwendung des Programms
DM der CCP4- (CCP4: A Suite of Programs for Protein Crystallography
(SERC Daresbury Laboratory, Warrington WA4 4AD UK, 1979)) Paket
bei einem angenommenen Lösungsmittelgehalt
von 38% verbessert. Eine Phasenvereinigung wurde mit PHASCO2 des
Protein-Pakets unter
Verwendung von einem Gewicht von 1 auf dem Atommodell durchgeführt. Die
Parameter der schweren Atome wurden danach durch Verfeinerung gegenüber kombinierten
Phasen verbessert. Die Modellierung wurde mit FRODO und O fortgeführt (T.
A. Jones et al., Acta. Crystallogr. Sect. A 47: 110 (1991); T. A.
Jones, in Computational Crystallography D. Sayre, Hrsg. (Oxford
University Press, Oxford, 1982), Seiten 303–317) und die kristallographische Verfeinerung
wurde mit dem TNT-Paket durchgeführt
(D. E. Tronrud et al., Acta Cryst. A 43: 489–503 (1987)). Die Bindungslängen und
-winkel der Chromophore wurden unter Verwendung von CHEM3D (Cambridge
Scientific Computing) geschätzt.
Die endgültige
Verfeinerung und Modellierung wurden gegen den X4A-Selenmethionin-Datensatz
unter Verwendung von (2F
0-F
c)-Elektronendichte-Karten durchgeführt. Die
Daten außerhalb der
1,9-Å-Auflösung wurden
an diesem Stadium nicht verwendet. Das Endmodell enthält die Reste
2–229,
da die terminalen Reste in der Elektronendichte-Karte nicht sichtbar
sind und die Seitenketten von mehreren ungeordneten Oberflächenresten
weg gelassen wurden. Die Dichte ist bei den Resten 156–158 gering
und die Koordinaten dieser Reste sind nicht zuverlässig. Die
fehlende Ordnung stimmt mit vorhergehenden Analysen überein,
die zeigen, dass die Reste 1 und 233–238 überflüssig sind, dass aber weitere
Verkürzungen
das Auftreten von Fluoreszenz verhindern können (J. Dopf & T. M. Horiagon,
Gene 173: 39–43
(1996)). Das Atommodell wurde in der Protein-Datenbank hinterlegt
(Zugangscode 1EMA). Tabelle
E
Statistiken von Diffraktionsdaten
Phasen-Statistiken
Atommodell-Statistiken
Protein-Atome | 1790 |
Lösungsmittel-Atome | 94 |
Auflösungsbereich
(Å) | 20–1,9 |
Anzahl
der Reflektionen (F > 0) | 17676 |
Vollständigkeit | 84 |
R.
Faktor(h) | 0,175 |
Durchschnittlicher
B-Wert (Å) | 24,1 |
Abweichungen
von den Idealwerten
Bindungslängen (Å) | 0,014 |
Bindungswinkel
(°) | 1,9 |
Zurückgehaltene
B-Werte (Å2) | 4,3 |
Ramachandran-Ableger | 0 |
-
Bemerkungen
-
- (a) Vollständigkeit
bezeichnet das Verhältnis
der beobachteten Reflektionen zu den theoretisch möglichen, ausgedrückt als
ein Prozentsatz.
- (b) Rumpf bezeichnet die höchste
Auflösung
des Rumpfes, typischerweise 0,1–0,4 Å in der
Breite.
- (c) Rmerge = Σ|i – <I>|/ΣI, worin <I> der
Durchschnittswert der einzelnen Beobachtungen der Intensität des I
ist.
- (d) Riso = Σ|IDER – INAT|/ΣINAT
- (e) Derivate waren EMTS = Ethylquecksilberthiosalicylat (Reste
sind mit Cys48 und Cys70 modifiziert),
SeMet = Selenmethionin-substituiertes Protein (Met1 und
Met233 konnten nicht lokalisiert werden);
HgI4-SeMet = Doppelderivat HgI4 auf
SeMet-Hintergrund.
- (f) Phasenleistung = <FH>/<E>, worin <FH> = r. m. s. Streuung
der schweren Atome und <E> = "lack of closure".
- (g) FOM, mittlere Wertezahl
- (h) Kristallographischer Standard R-Faktor, R = Σ||Fobs| – |Fkalk||Σ|Fobs|
-
B. Spektrale Eigenschaften
von Thr203 ("T203")-Mutanten
im Vergleich zu S65T
-
Die
Mutationen F64L, V65L und S72A verbesserten die Faltung von GFP
bei 37°C
(B. P. Cormack et al., Gene 173: 33 (1996)), führten jedoch nicht zu einer
signifikanten Verlagerung der Emissionsspektren.
-
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Die
vorliegende Erfindung stellt neue modifizierte langwellige fluoreszierende
Proteine bereit. Während
spezifische Beispiele bereitgestellt worden sind, dient die oben
genannte Beschreibung der Illustration und soll nicht als beschränkend aufgefasst
werden. Dem Fachmann werden die vielen Variationen der Erfindung
nach Studium dieser Beschreibung ersichtlich sein. Der Umfang der
Erfindung sollte daher nicht im Zusammenhang mit der oben genannten
Beschreibung bestimmt werden, sondern sollte unter Bezug auf die
anhängenden
Ansprüche
zusammen mit dem vollen Umfang der Äquivalente bestimmt werden.
-
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