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Hintergrund
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1. Gebiet
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Die
vorliegende Patentanmeldung betrifft ein Nucleinsäuresegment
mit einem Segment mit codierender Sequenz, das enzymatisch aktive
Streptococcus equisimilis-Hyaluronatsynthase (seHAS) und betrifft
die Verwendung dieses Nucleinsäuresegmentes
in der Herstellung von rekombinanten Zellen, die Hyaluronatsynthase,
sowie deren Hyaluronsäureprodukt.
Hyaluronat ist als Hyaluronsäure
oder Hyaluronan bekannt.
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2. Kurze Beschreibung
des verwandten Gebietes
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Das
Auftreten von Streptokokkeninfektionen ist weltweit ein Gesundheitsproblem
und ein wirtschaftliches Problem und speziell in den Entwicklungsländern. Eine
Ursache dafür
ist auf die Fähigkeit
der Streptokokken-Bakterien zurückzuführen, unerkannt
mit Hilfe der Phagocyten-Zellen des Körpers, d.h. der Makrophagen
und polymorphkernigen Zellen (PMN) zu wachsen. Diese Zellen sind
für das
Erkennen und Umfließen fremder
Mikroorganismen verantwortlich. Eine wirksame Möglichkeit der Bakterien, die Überwachung
zu umgehen, besteht darin, sich mit Polysaccharidkapseln, wie beispielsweise
einer Hyaluronsäure
(HA)-Kapsel zu überziehen.
Die Struktur von HA ist sowohl in Prokaryoten als auch in Eukaryoten
identisch. Da HA in der Regel nicht-immunogen ist, rufen die gekapselten
Bakterien keine Immunantwort hervor und werden daher zur Zerstörung nicht
aufs Ziel genommen. Darüber
hinaus übt
die Kapsel eine antiphgocytische Wirkung auf PMN's in vitro aus und verhindert die Anhaftung
von Streptococcus an Makrophagen. Genau aus diesem Grund sind in
Streptokokken der Gruppe A und Gruppe C die HA-Kapseln die Haupt-Virulenzfaktoren
bei natürlichen
und experimentellen Infektionen. Streptococcus der Gruppe A sind
für zahlreiche
Humanerkrankungen verantwortlich, einschließlich Pharyngitis, Eiterflechten,
Infektionen des Tiefengewebes, rheumatisches Fieber und toxisches
Schocksyndrom. Der Streptococcus equisimilis Gruppe C ist verantwortlich
für Osteomyelitis,
Pharyngitis, Hirnabszesse und Lungenentzündung.
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Strukturell
ist HA ein hochmolekulares lineares Polysaccharid von repetierenden
Disaccharid-Einheiten, die aus N-Acetylglucosamin (GlcNAc) und Glucuronsäure (GlcA)
bestehen. Die Zahl der repetierenden Disaccharide in einem HA-Molekül kann 30.000
mit einem Mr>107 überschreiten.
HA ist das einzige Glykosaminoglykan, das sowohl von Zellen von
Säugetieren
als auch von Bakterienzellen und speziell Streptococci der Gruppen
A und C und Pasturella multocida Typ A synthetisiert wird. Diese
Stämme
bauen HA auf, das in das Medium sowie die HA-Kapseln abgesondert
wird. Der Mechanismus, mit dem diese Bakterien HA synthetisieren,
ist von breitem medizinischem Interesse, da die Erzeugung der HA-Kapsel
ein sehr wirksamer und geschickter Weg ist, den die Streptococci
zur Umgehung der Überwachung
durch das Immunsystem nutzen.
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HA
wird von Säugetierzellen
und Bakterienzellen mit Hilfe des Enzyms Hyaluronatsynthase synthetisiert,
das auf der Plasmamembran lokalisiert worden ist. Es wird angenommen,
dass die Synthese von HA in diesen Organismen ein mehrstufiger Prozess
ist. Die Einleitung umfasst das Binden eines anfänglichen Präkursors, UDP-GlciNAc oder UDP-GlcA.
Diesem folgt die Elongation, die eine alternierende Addition der
zwei Zucker an die wachsende Oligosaccharid-Kette umfasst. Das wachsende
Polymer wird durch den Bereich der Plasmamembran der Zelle und in
den extrazellulären
Raum gestoßen.
Obgleich das biosynthetische System zu HA eines der ersten Synthesewege
des Membran-Heteropolysaccharids war, das untersucht wurde, wird der
Mechanismus der HA-Synthese immer noch nicht richtig verstanden.
Dieses kann darauf zurückzuführen sein,
dass die heute entwickelten in vitro-Systeme insofern unzureichend
sind, dass ein de-novo-Biosynthese von HA nicht erreicht worden
ist.
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Die
Richtung des HA-Polymerwachstums ist immer noch ein Thema, wo es
in der Fachwelt Meinungsverschiedenheiten gibt. Die Anlagerung der
Monosaccharide könnte
an dem reduzierenden oder nichtreduzierenden Ende der wachsenden
HA-Kette erfolgen. Darüber
hinaus bleiben Fragen bestehen (i) ob naszierende Ketten kovalent
an einem Protein gebunden sind, an einem UDP oder an einem Lipid-Intermediat,
(ii) ob Ketten unter Verwendung eines Primers initiiert werden,
und (iii) nach dem Mechanismus, mit dem das reife Polymer durch
die Plasmamembran des Streptococcus stößt. Ein Verständnis des
Mechanismus der HA-Biosynthese kann die Entwicklung alternativer
Strategien zur Kontrolle von Streptokokken- und Pasturella-Infektionen
durch Eingriff in den Prozess ermöglichen.
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HA
ist nahezu in jedem Gewebe bei den Wirbeltieren identifiziert worden
und hat eine weit verbreitete Verwendung in zahlreichen klinischen
Anwendungen vor allem und nicht zuletzt als eine intraartikuläre Matrixergänzung und
in der Augenchirurgie. Auch die wissenschaftliche Literatur hat
eine Abkehr von der ursprünglichen
Ansicht gezeigt, dass HA hauptsächlich
eine passive Strukturkomponente in der Matrix einiger weniger Bindegewebe
und in der Kapsel bestimmter Stämme
von Bakterien ist, zu der Erkenntnis, dass dieses allgegenwärtige Makromolekül aktiv
in zahlreichen biologischen Prozessen beteiligt ist: von einer modulierenden Zellmigration
und Differenzierung während
der Embryogenese zur Regulation extrazellularer Matrixorganisation
und Metabolismus bis zu wichtigen Rollen in den komplexen Prozessen
der Metastase, Wundheilung und Entzündung. Ferner ist deutlich
geworden, dass HA metabolisch hoch aktiv ist und dass Zellen sehr
viel Aufmerksamkeit auf die Prozesse ihrer Synthese und Katabolismus
lenken. Beispielsweise liegt die Halbwertszeit von HA in Geweben
im Bereich von 1 bis 3 Wochen in Knorpel bis zu weniger als 1 Tag
in der Epidermis.
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Heute
ist eindeutig, dass ein einzelnes Protein beide Zuckersubstrate
nutzt, um HA zu synthetisieren. Die Abkürzung HAS für die HA-Synthese hat weit
verbreiteten Anhang zur Bezeichnung dieser Klasse von Enzymen gefunden.
Markovitz et al. haben erfolgreich die HAS-Aktivität von Streptococcus
pyrogenes charakterisiert und die Membranlokalisation des Enzyms
entdeckt sowie dessen Anforderungen an Zuckernucleotid-Präkursoren
und Mg2+. Prehm hat festgestellt, dass sich
ausdehnende HA, die von B6-Zellen erzeugt wird, von Hyaluronidase
abgebaut wird, die dem Medium zugegeben wird, und haben vorgeschlagen,
dass HAS an der Plasmamembran angesiedelt ist. Philipson und Schwanz
haben außerdem
gezeigt, dass die HAS-Aktivität mit
Plasmamembranmarkern in Maus-Oligodendrogliomzellen
kofraktionierten.
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HAS
setzt eine HA mit hohem Mr zusammen, die
gleichzeitig durch die Membran in den extrazellulären Raum
stößt (oder
im Fall von Bakterien die Zellkapsel aufbaut), wenn die Glykosaminoglykansynthese
abläuft. Diese
Art der Biosynthese ist unter den Makromolekülen einzigartig, da Nucleinsäuren, Proteine
und Lipide in dem Nucleus, dem endoplasmatischen Retikulum/Golgi,
Zytoplasma oder den Mitochondrien synthetisiert wird. Die Extrusion
der wachsenden Kette in den extrazellulären Raum ermöglicht außerdem ein
ungehindertes Polymerwachstum, wodurch die außergewöhnliche Größe von HA erreicht wird, während die
Begrenzung der Synthese innerhalb eines Golgi- oder post-Golgi-Kompartimentes
die Gesamtmenge oder Länge
der erzeugten Polymere beschränken
könnte.
Eine hohe Konzentration von HA im Inneren eines begrenzten Lumens
könnte
auch eine Umgebung hoher Viskosität erzeugen, die für andere
Organellenfunktionen hinderlich sein könnte.
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In
mehreren Untersuchungen ist versucht worden, HAS aus Stämmen von
Streptococci zu solubilisieren, identifizieren und zu reinigen,
die eine Kapselschicht aus HA aufbauen, sowie aus eukaryotischen
Zellen. Obgleich die Streptokokken- und Maus-Oligodendroglia-Enzyme
erfolgreich mit Detergens solubilisiert und untersucht wurden, blieben
Bemühungen
zur Reinigung einer aktiven HAS für die weitere Untersuchung
oder das molekulare Klonen über
Jahrzehnte ohne Erfolg. Prehm und Mausolf verwendeten Periodat-oxidiertes UDP-GlcA
oder UDP-GlcNAc zur Affinitätsmarkierung
eines Proteins von -52 kDa in Streptokokkenmembranen, die mit HAS
einer Co-Reinigung unterzogen wurden. Dieses führte zu einer Veröffentlichung
mit der Behauptung, dass die Gruppe C-Streptokokken-HAS geklont
worden ist, was leider auf einem Irrtum beruhte. Dieser Untersuchung
gelang es nicht, die Expression einer aktiven Synthase zu demonstrieren
und wird in Wirklichkeit einen Peptidtransporter geklont haben.
Von Triscott und van de Rijn wurde Digitonin benutzt, um HAS aus
Streptokokkenmembranen in einer aktiven Form zu solubilisieren.
Van de Rijn und Drake haben selektiv 3 Streptokokkenmembranproteine
von 42, 33, und 27 kDa mit 5-Azido-UDP-GlcA radiomarkiert und vorgeschlagen,
dass das 33-kDa-Protein
HAS war. Wie sich jedoch später
zeigte, hat sich das HAS in Wirklichkeit als das 42-kGa-Protein
erwiesen.
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Trotz
dieser Bemühungen
stagnierte der Fortschritt beim Verständnis der Regulation und der
Mechanismen der HA-Synthese, da es keine Molekularsonden für HAS-mRNA
oder HAS-Protein gab. Der große Durchbruch
kam 1993, als DeAngelis et al. von dem molekularen Klonen und der
Charakterisierung des Gruppe A-Streptokokken-Gens berichteten, dass
das Protein HasA codiert. Von diesem Gen war bekannt, dass es ein
Teil eines Operons war, das für
die bakterielle HA-Synthese benötigt
wird, obgleich die Funktion dieses Proteins, das heute als spHAS
(die S. pyrogenes HAS) bezeichnet wird unbekannt war. spHAS erwies
sich danach als verantwortlich für
die HA-Elongation und war die erste Glykosaminglykansynthase, die
identifiziert und geklont wurde und danach erfolgreich exprimiert
wurde. Das S. pyrogenes HA-Syntheseoperon codiert zwei andere Proteine.
HasB ist eine UDP-Glucosedehydrogenase, die zur Umwandlung von UDP-Glucose
zu UDP-GlcA erforderlich ist, eines der Substrate für die HA-Synthese.
HasC ist eine UDP-Glucosepyrophosphorylase, die zur Umwandlung von
Glucose-1-phosphat und UTP zu UDP-Glucose erforderlich ist. Die
Cotransfektion sowohl von hasA- als auch hasB-Genen entweder in
ihre kapselfreien Streptococcus-Stämme oder Enterococcus faecalis
verlieh ihnen die Fähigkeit
zur Synthese von HA und eine Kapsel zu erzeugen. Dieses liefert
den ersten nachhaltigen Beweis dafür, dass es sich bei HasA um
eine HA-Synthase handelt.
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Das
schwer bestimmbare HA-Synthase-Gen wurde schließlich mit einem Transposon-Mutageneseversuch
geklont, bei dem ein kapselfreier Mutant Gruppe A-Stamm erzeugt
wurde, der einen Interrupt des HA-Syntheseoperons enthielt. Bekannte
Sequenzen des Transposons erlaubten den Bereich der Verbindung mit
der Streptokokken-DNA zu identifizieren und dann von Wildtyp-Zellen zu klonen.
Die codierte spHAS war zu 5 bis 10% identisch mit einer Familie
von Hefe-Chitinsynthasen und zu 30% identisch mit dem Xenopus laevis-Protein DG42 (im
Zuge der Entwicklung während
der Gastrulation exprimiert), dessen Funktion zu diesem Zeitpunkt
unbekannt war. DeAngelis und Weigel exprimierten die aktive rekombinante
spHAS in Escherichia coli und zeigten, dass das einzelne gereinigte
Genprodukt HA mit hohem Mr synthetisiert,
wenn es in vitro mit UDP-GlcA und UDP-GlcNAc inkubiert wurde, womit
gezeigt wird, dass beide Glykosyltransferase-Aktivitäten, die
für die
HA-Synthese benötigt
werden, durch das gleiche Protein katalysiert werden, wie erstmalig
1959 vorgeschlagen wurde. Dieses gab den Anlass für die fast
gleichzeitige Identifizierung der eukaryotischen HAS-cDNA's im Jahr 1996 durch
4 Laboratorien die nachwiesen, dass es sich bei HAS um eine Multigenfamilie handelte,
die verschiedene Isoenzyme codiert. Es wurden rasch zwei Gene (HAS1
und HAS2) in Säugern (29–34) entdeckt
sowie ein drittes Gen HRS3, das später entdeckt wurde. Eine zweite
Streptokokken-seHAS oder Streptococcus equisimilis-Hyaluronatsynthase
ist jetzt entdeckt worden und wird hierin offenbart.
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Wie
ausgeführt,
haben wir außerdem
das authentische HAS-Gen aus der Gruppe C Streptococcus equisimilis
(seHAS) entdeckt; das seHAS-Protein hat hochgradige Identität (näherungsweise
70%) zu de spHAS-Enzym. Diese Identität ist jedoch deshalb von Interesse,
weil das seHAS-Gen keine Kreuzhybridisierung mit dem spHAS-Gen zeigt.
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Membranen,
die von E. coli exprimierender rekombinanter seHAS hergestellt werden,
synthetisieren HA, wenn beide Substrate bereitgestellt werden. Die
Ergebnisse bestätigen,
dass die frühere
Veröffentlichung von
Lansing et al., wonach behauptet wurde, dass die Gruppe C HAS geklont
worden sei, falsch ist. Leider haben verschiedene Untersuchungen
Antikörper
zu diesem uncharakterisierten 52-kDa-Streptokokkenprotein eingesetzt,
um das zu untersuchen, wovon man meinte, dass es eukaryotische HAS
sei.
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Itano
und Kimata verwendeten eine Expressionsklonierung in einer mutanten
Maus-Säuger-Karzinomen-Zelllinie,
die zur HA-Synthese unfähig
ist, um die erste vermutliche Säuger-HAS-cDNA
(mmHAS1) zu klonen. In der HA-Synthese
fehlerhafte Subklone fielen in drei separate Klassen, die für die HA-Synthese in Stomatozellen-Fusionsversuchen
komplementär
waren, was nahelegt, dass mindestens drei Proteine erforderlich sind.
Zwei dieser Klassen bewahrten eine gewisse HA-Syntheseaktivität, während die
andere keine zeigte. Die letztere Zelllinie wurde in kurzen Transfektionsexperimenten
mit cDNA verwendet, die aus den Parentalzellen hergestellt wurde,
um ein einzelnes Protein zu identifizieren, das die HA-Syntheseaktivität wieder
herstellt. Die Sequenzanalysen ergaben eine deduzierte Primärstruktur
für ein
Protein von -65 kDa mit einer vorhergesagten Membrantopologie ähnlich derjenigen
von spHAS. mmHAS1 ist zu 30% identisch mit spHAS und zu 55% identisch
mit DG42. In dem gleichen Monat, in dem diese Veröffentlichung
erschien, wurden von drei anderen Gruppen Veröffentlichungen eingereicht,
in denen cDNA's
beschrieben wurden, die das codierten, was anfänglich für das gleiche Maus- und Humanenzym
gehalten wurde. Allerdings hatte unter außergewöhnlichen Umständen jedes
der vier Laboratorien ein separates HAS-Isoenzym in beiden Spezies
entdeckt.
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Unter
Anwendung eines ähnlichen
funktionellen Vorgehens des Klonens zu dem von Itano und Kimata haben
Shyjan et al. das Human-Homolog von HAS1 identifiziert. Es wurde
eine mesentere Lymphknoten-cDNA-Genombank benutzt, um Maus-Schleimhaut-T-Lymphocyten
zu transfizieren, die sodann auf ihre Fähigkeit zur Haftung in einem
Rosetten-Assay gescreent wurden. Die Haftung an einem der Transfektionsprodukte
war durch Antiseren auf CD44 gehemmt, ein bekanntes Zelloberflächen-HA-bindendes
Protein, und wurde direkt durch Vorbehandlung mit Hyaluronidase
beseitigt. Damit erforderte der Rosettentest mit diesem Transfektanten
die Synthese von HA. Das Klonen und Sequenzieren der zuständigen cDNA
identifizierte hsHAS1. Itano und Kimata berichteten auch von einer
Human-HAS1-cDNA, die von einer fötalen
Gehirn-Genombank
isoliert wurde. Die von den zwei Gruppen veröffentlichten hsHAS1-cDNA's differierten jedoch
in der Länge;
sie codierten ein 578- oder ein 543-Aminosäureprotein. HAS-Aktivität ist lediglich
für die
längere
Form nachgewiesen worden.
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Auf
der Grundlage der molekularen Identifikation von spHAS als eine
authentische HA-Synthese und von Domänen mit nahezu Identität zu DG42,
spHAS und NodC (ein β-GlcNAc-Transferase-Keimbildungsfaktor in
Rhizobium) verwendeten Spicer et al. ein entartetes RT-PCR-Herangehen
zum Klonen einer Maus-Embryo-cDNA, die ein zweites einzelnes Enzym
codiert und die mit mmHAS2 bezeichnet wurde. Die Transfektion von
mmHAS2-cDNA in COS-Zellen
lenkte die de novo-Produktion eines HA-Zellenüberzugs, detektiert mit Hilfe
des Partikelausschlussassays, womit ein nachhaltiger Beweis dafür erbracht
wurde, dass das HAS2-Protein HA synthetisieren kann. Unter Anwendung
eines ähnlichen
Vorgehens haben Watanabe und Yamaguchi eine Human-fötale Hirn-cDNA-Genombank zur
Kennzeichnung von hsHAS2 gescreent. Fulop et al. haben unabhängig eine ähnliche
Strategie zur Identifizierung von mmHAS2 in RNA angewendet, die
von Ovar-Kumuluszellen isoliert wurden, die aktiv HA synthetisieren,
ein entscheidender Prozess für
die normale Kumulus-Oophorus-Expansion
in dem präovulatorischen
Follikel. Kumulus-Zell-Oozyten-Komplexe wurden aus Mäusen unmittelbar
nach der Einleitung eines Ovulationszyklus vor Beginn der HA-Synthese
isoliert sowie zu späteren Zeitpunkten,
wenn die HA-Synthese
gerade begann (3 Stunden) oder bereits in Erscheinung trat (4 Stunden). RT-PCR
zeigte, dass HAS2-mRNA anfangs fehlte, jedoch bei hohen Werten 3
bis 4 Stunden später
exprimierte, was nahelegt, dass die Transkription von HAS2 die HA-Synthese
in diesem Prozess reguliert. Beide hsHAS2 sind 552- Aminosäuren in
der Länge
und sind zu 99% identisch. mmHAS1 hat eine Länge von 583-Aminosäuren und
ist zu 95% identisch mit hsHAS1, die eine Länge von 578-Aminosäuren hat.
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Erst
kürzlich
verwendeten Spicer et al. eine PCR-Herangehensweise, um ein drittes
HAS-Gen in Säugern
zu identifizieren. Das mmHAS3-Protein hat eine Länge von 554-Aminosäuren und
ist zu 71%, 56% bzw. 28% mit mmHAS1, mmHAS2, DG42 und spHAS identisch.
Spicer et al. haben außerdem
die drei Human- und Maus-Gene zu drei unterschiedlichen Chromosomen
(HAS1 zu hsChr 19/mmChr 17; HAS2 zu hsChr 8/mmChr 15; HAS3 zu hsChr
16/mmChr 8) lokalisiert. Die Lokalisierung der dritten HAS-Gene
an unterschiedlichen Chromosomen und das Auftreten von HA in der
gesamten Klasse der Wirbeltiere legen nahe, dass diese Gen-Familie
uralt ist und dass Isoenzyme durch Duplikation in der frühen Evolution
der Vertebraten auftraten. Die hohe Identität (etwa 30%) zwischen den bakteriellen
und eukaryotischen HAS's
legt ebenfalls nahe, dass die zwei ein gemeinsames angestammtes
Gen hatten. Vielleicht usurpierten primitive Bakterien das HAS-Gen von
einem der Vorfahren der Vertebraten, bevor die eukaryotischen Genprodukte
größer und
komplexer wurden. Andererseits könnten
die Bakterien ein größeres Vertebraten-HAS-Gen
erhalten haben und für
die Enzymaktivität
nicht entscheidende regulatorische Sequenzen zerstört haben.
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Eine
bedeutende Rolle in den neueren Entwicklungen spielte die Entdeckung
von X. laevis DG42 von Dawid und Mitarbeitern, obgleich dieses Protein
nicht als eine HA-Synthase bekannt war. Nichtsdestoweniger waren
dieses DG42 und spHAS zu 30% identisch und entscheidend für die Konzipierung
von Oligonucleotiden, die eine Identifizierung von Säuger-HAS2
möglich
machten. Ironischerweise ist der definitive Nachweis dafür, dass
DG42 eine bona fide-HA-Synthase ist, erst nach den Entdeckungen
der Säuger-Isoenzyme
veröffentlicht
worden, als DeAngelis und Achyuthan das rekombinante Protein in
Hefe exprimierten (ein Organismus, der HA nicht synthetisieren kann)
und zeigte, dass dieses HA synthetisiert, wenn isolierte Membranen mit
den zwei Substraten ausgestattet werden. Meyer und Kreil zeigten
auch, dass Lysate von Zellen, die mit cDNA für DG42 transfektiert wurden,
erhöhte
Mengen an HA synthetisieren. Heute, wo seine Funktion bekannt ist,
kann DG42 damit als X1HAS bezeichnet werden.
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Es
gibt allgemeine, vorhergesagte Strukturmerkmale, die alle HAS-Proteine teilen,
einschließlich
eine große
zentrale Domäne
und Cluster von 2 bis 3 Transmembran- oder membranassoziierten Domänen sowohl an
den Amino- als auch
an den Carboxyl-Enden des Proteins. Die zentrale Domäne die bis
zu etwa 88% der vorhergesagten intrazellularen HAS-Proteinsequenzen
aufweist, enthält
wahrscheinlich die katalytischen Bereiche des Enzyms. Diese vorhergesagte
zentrale Domäne
hat eine Länge
von 264-Aminosäuren
in spHAS (63% des gesamten Proteins) und eine Länge von 307 bis 328 Resten
in den eukaryotischen HAS-Teilen (54 bis 56% des gesamten Proteins).
Die exakte Zahl und die Orientierung der Membran-Domänen und
die topologische Organisation der extrazellularen und intrazellularen
Schleifen sind bisher für
die jeweilige HAS noch nicht experimentell bestimmt worden.
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spHAS
ist ein Vertreter der HAS-Familie, der gereinigt und teilweise charakterisiert
worden ist. Erste Untersuchungen unter Verwendung von spHAS-Alkaliphosphatase-Fusionsproteinen
zeigen, dass der N-Terminus, C-Terminus und die große zentrale
Domäne
von spHAS in der Tat im Inneren der Zelle sind. spHAS hat 6 Cysteine,
während
HAS1, HAS2 und HAS3 13, 14 bzw. 14 Cys-Reste haben. Zwei von den 6 Cys-Resten
in spHAS sind in HAS1 und HAS2 geschützt und identisch. Lediglich
einer der geschützten
Cys-Reste hat sich in allen Vertretern der HAS-Familie an der gleichen
Position gezeigt (Cys-225 in spHAS). Dieses kann ein essentielles
Cys sein, dessen Modifikation durch Sulfhydryl-Gifte teilweise die
Enzymaktivität
hemmt. Das mögliche
Vorhandensein von Disulfid-Bindungen oder die Identifikation kritischer
Cys-Reste, die für
jede der mehrfachen HAS-Funktionen benötigt werden, wie nachstehend
ausgeführt
wird, sind bis jetzt noch nicht für jeden der Vertreter der HAS-Familie
aufgeklärt
worden.
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Abgesehen
von dem vorgeschlagenen einmaligen Synthesemodus an der Plasmamembran
ist die HAS-Enzym-Familie in Bezug auf die große Zahl von Funktionen, die
für die
gesamte Polymerisation von HA erforderlich sind, außerordentlich
ungewöhnlich.
Im Inneren des HAS-Enzyms sind mindestens 6 diskrete Aktivitäten vorhanden:
Bindungsstellen für
jeden der zwei verschiedenen Zucker-Nucleotid-Präkursoren (UDP-GlcNAc und UDP-GlcA),
zwei verschiedene Glykosyltransferase-Aktivitäten, eine oder mehrere Bindungsstellen,
die das Wachstum des HA-Polymers zum Enzym verankern (möglicherweise
in Verbindung mit einem B-X7-B-Motiv) und
eine ratschenähnliche Übertragungsreaktion,
die das wachsende Polymer jeweils um einen Zucker weiterbewegt.
Diese spätere
Aktivität
fällt wahrscheinlich
mit dem schrittweisen Fortschreiten des Polymers durch die Membran
hindurch zusammen. Alle diese Funktionen und möglicherweise andere, die bis jetzt
noch unbekannt sind, sind in einem relativ kleinen Bereich der Proteingröße von 419
(spHAS) bis 588 (xHAS) Aminosäuren
vorhanden.
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Obgleich
alle zur Verfügung
stehenden Beweise die Schlussfolgerung stützen, dass lediglich das spHAS-Protein
für die
HA-Biosynthese in Bakterien oder in vitro erforderlich ist, ist
es möglich,
dass größere eukaryotische
Vertreter der HAS-Familie Bestandteil von mehrkomponentigen Komplexen
sind. Da die eukaryotischen HAS-Proteine um etwa 40% größer sind
als spHAS, könnte
deren zusätzliche
Protein-Domäne
in umfangreicheren Funktionen beteiligt sein, wie beispielsweise
Trafficking und Lokalisation, Regulierung von Enzym-Aktivität und Vermittlung
von Wechselwirkungen mit anderen Zellkomponenten.
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Das
unerwartete Ergebnis, dass es mehrfache Vertebraten-HAS-Gene gibt,
die verschiedene Synthasen codieren, unterstützt die aufkommende übereinstimmende
Meinung, dass HA ein wichtiger Regulator des Zellverhaltens und
nicht einfach eine Strukturkomponente in Geweben ist. So hat sich
in weniger als 6 Minuten das Gebiet von nur einer bekannten HAS
(spHAS) zur Kenntnis einer multigenen Familie entwickelt, die rasche,
zahlreiche und aufregende Fortschritte in der Zukunft im Bezug auf
unser Verständnis
der Synthese und der Biologie von HA verspricht.
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Beispielsweise
werden hierin nachfolgend Sequenzen der 2 HAS-Gene offenbart: von
(1) Pasturella multocida und (2) Paramecium bursaria chlorella virus
(PBCV-1 ). Das Vorhandensein von Hyaluronan-Synthase in diesen zwei
Systemen und die Reinigung und Verwendung der Hyaluronan-Synthase
von diesen zwei verschiedenen Systemen zeigen eine Fähigkeit
zum Reinigen und Isolieren von Nucleinsäuresequenzen, die enzymatisch
aktive Hyaluronan-Synthase
in vielen verschiedenen prokaryotischen und viralen Quellen codieren.
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Gruppe
C Streptococcus equisimilis-Stamm D181 synthetisiert und sondert
Hyaluronsäure
(HA) ab. Wissenschaftler haben diesen Stamm sowie Gruppe A Streptococcus
pyrogene-Stämme,
wie beispielsweise S43 und A111, verwendet, um die Biosynthese von
HA zu untersuchen und die HA-Syntheseaktivität in Bezug auf ihren Bedarf
eines zweiwertigen Kations, Präkursor
(UDP-GlcNAc und
UDP-GlcA)-Nutzung und optimalen pH-Wert zu charakterisieren.
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In
der Vergangenheit ist HA kommerziell durch Isolation entweder von
Hahnenkämmen
oder extrazellulären
Medien von Streptokokkenkulturen hergestellt worden. Eine der Methoden,
die zum Herstellen von HA entwickelt worden ist, ist die über die
Verwendung von Kulturen von HA produzierenden Streptokokken-Bakterien.
Die US-P-4 517 295 beschreibt eine solche Prozedur, worin HA produzierende
Streptococci unter anaeroben Bedingungen in einem an CO2 angereicherten
Aufzuchtmedium fermentiert werden. Unter diesen Bedingungen wird
HA produziert und kann aus der Nährlösung extrahiert
werden. Man ist allgemein der Ansicht, dass die Isolation von HA
aus Hahnenkämmen
aufwendig und schwierig ist, da man mit HA in einem weniger reinen
Zustand beginnt. Der Vorteil der Isolation aus Hahnenkämmen besteht
darin, dass die erzeugte HA eine höhere Molmasse hat. Allerdings
ist die Herstellung von HA durch bakterielle Fermentation leichter,
da die HA eine höhere
Reinheit hat, um mit dieser zu beginnen. Die Molmasse der auf diese
Weise erzeugten HA ist jedoch kleiner als die von Hahnenkämmen. Daher
wäre eine
Methode, mit der die Erzeugung von HA hoher Molmasse durch bakterielle
Fermentation möglich
wäre, eine
Verbesserung gegenüber
den existierenden Prozeduren.
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HA
mit hoher Molmasse hat eine große
Vielzahl nützlicher
Anwendungen, die von der Kosmetik bis zur Augenchirurgie reichen.
In Folge ihrer Neigung zu hoher Viskosität und ihrer hohen Biokompatibilität findet die
HA besondere Anwendung in der Augenchirurgie als Austausch für Glaskörperflüssigkeit.
HA ist auch zur Behandlung von Rennpferden bei traumatischer Arthritis
durch intraartikuläre
Injektionen von HA verwendet worden, in Rasiercremes als eine Gleitmittel
und in einer Vielzahl von kosmetischen Produkten, was auf ihre physiochemischen
Eigenschaften der hohen Viskosität
und ihre Fähigkeit
zur Speicherung von Feuchtigkeit über längere Zeitdauer zurückzuführen ist.
So hat das US-Ministerium "Fond
and Drug Agency" im
August 1997 die Verwendung von HA hoher Molmasse für die Behandlung
schwerer Arthritis durch Injektion einer solchen hochmolekularen
HA direkt in die befallenen Gelenke genehmigt. Im Allgemeinen gilt,
dass es um so besser ist, je höher
die Molmasse der eingesetzten HA ist. Der Grund dafür ist, dass
die Viskosität
der HA-Lösung mit
der mittleren relativen Molekülmasse
der einzelnen HA-Polymermoleküle
in der Lösung
zunimmt. Leider ist mit den derzeitig verfügbaren Isolationsprozeduren
eine HA mit sehr hoher Molmasse, wie beispielsweise im Bereich bis
zu 107, schwer zu erhalten.
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Um
dieses oder andere Probleme zu lösen,
besteht ein Bedarf nach neuartigen Methoden und Konstrukten, die
angewendet werden können,
um HA mit einer oder mehreren verbesserten Eigenschaften zu erzeugen,
wie beispielweise größere Reinheit
oder leichtere Herstellung. Insbesondere besteht eine Notwendigkeit
zur Entwicklung einer Methode für
die Erzeugung großer
Mengen von HA mit relativ höherer
Molmasse und relativ höherer
Reinheit, als sie gegenwärtig
kommerziell verfügbar
ist. Eine noch andere Notwendigkeit besteht darin, dass man in der
Lage ist, eine Methode für
die Erzeugung von HA zu entwickeln, die über eine modifizierte Größenverteilung
(HAΔsize)
verfügt
sowie eine HA mit modifizierter Struktur (HAΔmod).
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Die
vorliegende Patentanmeldung richtet sich auf einen oder mehrere
Mängel
auf dem Gebiet. Unter Anwendung der rekombinanten DNA-Technologie
wird ein gereinigtes Nucleinsäuresegment,
das über
eine codierende Sequenz zum Codieren von enzymatisch aktiver seHAS
verfügt
in Verbindung mit Verfahren zur Erzeugung einer enzymatisch aktiven
HA-Synthase offenbart und beansprucht, sowie Verfahren. zur Verwendung
des Nucleinsäuresegmentes
in der Herstellung rekombinanter Zellen, die HAS und ihr Hyaluronsäureprodukt
erzeugen.
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Daher
besteht eine Aufgabe der vorliegenden Erfindung in der Schaffung
eines gereinigten Nucleinsäuresegmentes,
das über
eine codierende Sequenz zum Codieren von enzymatisch aktiver HAS
verfügt.
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Eine
weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist die Schaffung eines
rekombinanten Vektors, der ein gereinigtes Nucleinsäuresegment
enthält,
das über
eine codierende Sequenz verfügt,
die enzymatisch aktive HAS codiert.
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Eine
noch weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist die Schaffung
einer rekombinanten Wirtszelle, die mit einem rekombinanten Vektor
transformiert ist, der ein gereinigtes Nucleinsäuresegment enthält, das über eine
codierende Sequenz verfügt,
die enzymatisch aktive HAS codiert.
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Eine
noch andere Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist die Gewährung eines
Verfahrens zum Detektieren einer Bakterienzelle, die HAS exprimiert.
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Eine
andere Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist die Gewährung eines
Verfahrens zum Erzeugen von Hyaluronsäure hoher und/oder niedriger
Molmasse aus einem Hyaluronatsynthase-Gen, wie beispielsweise seHAS,
sowie Verfahren zum Erzeugen von HA, die über eine modifizierte Größenverteilung
und/oder eine modifizierte Struktur verfügen.
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Diese
und andere Aufgaben der vorliegenden Erfindung werden mit Hilfe
der beigefügten
Beschreibung, Patentansprüche
und Zeichnungen offensichtlich.
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Kurze Zusammenfassung
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Die
vorliegende Erfindung offenbart Hyaluronansynthase nach Anspruch
1, der hierin beigefügt
ist. Die vorliegende Erfindung offenbart ein Nucleinsäuresegment
nach Anspruch 9, der hierin beigefügt ist. Die vorliegende Erfindung
offenbart einen rekombinanten Vektor nach Anspruch 10 und 11, die
hierin beigefügt
sind. Die vorliegende Erfindung offenbart eine rekombinante Wirtszelle
nach Anspruch 12, der hierin beigefügt ist. Die vorliegende Erfindung
offenbart ein Verfahren zum Herstellen von Hyaluronsäurepolymer
nach Anspruch 16, der hierin beigefügt ist. Weitere Ausführungsformen
der Erfindung werden in den abhängigen
Ansprüchen beschrieben.
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Die
vorliegende Patentanmeldung umfasst die Anwendung einer rekombinanten
DNA-Technologie auf die Lösung
eines oder mehrerer der Probleme auf dem Gebiet der Herstellung
von Hyaluronsäure
(HA). Diese Probleme werden über
die Isolation und Verwendung eines Nucleinsäuresegmentes angegangen, das über eine
codierende Sequenz verfügt,
die das enzymatisch aktive Streptococcus equisimilis (seHAS)-Hyaluronatsynthase-Gen
codiert, bei dem es sich um ein Gen handelt, das für die HA-Kettenbiosynthese
verantwortlich ist. Das seHAS-Gen wurde von der DNA einer geeigneten
mikrobiellen Quelle geklont und zu anwendbaren rekombinanten Konstrukten
für die
Herstellung von HA und für
die Herstellung großer
Mengen des HAS-Enzyms selbst erarbeitet.
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Die
vorliegende Erfindung umfasst ein neuartiges Gen, seHAS. Die Expression
dieses Gens steht in Korrelation mit der Virulenz von Streptokokken
Gruppe A- und Gruppe C-Stämmen,
indem ein Mittel zur Umgehung der Phagozytose und der Immunüberwachung
bereitgestellt wird. Die Begriffe "Hyaluronsäuresynthase", "Hyaluronatsynthase", "Hyaluronansynthase" und "HA-Synthase" werden austauschbar
zur Beschreibung eines Enzyms verwendet, welches eine Glykosaminglykan-Polysaccharidkette
polymerisiert, die aus alternierenden Glucuronsäure und N-Acetylglucosamin-Zuckern, β-1,3- und β-1,4-verknüpft, zusammengesetzt
ist. Mit dem Begriff "seHAS" wird das von Streptococcus
equisimilis derivierte HAS-Enzym beschrieben.
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Die
vorliegende Erfindung betrifft die Isolation und die Charakterisierung
eines Hyaluronat- oder Hyaluronsäuresynthase-Gen,
cDNA und das Genprodukt (HAS) das für die Polymerisation von Glucuronsäure und
N-Acetylglucosamid zu der Glucosaminglykanhyaluronsäure verwendet
werden kann. Die vorliegende Erfindung identifiziert den seHAS-Locus
und offenbart die Nucleinsäuresequenz,
die das enzymatisch aktive seHAS-Gen von Streptococcus equisimilis
codiert. Das HAS-Gen gewährt
außerdem
eine neue Sonde, um das Potential von Bakterienproben zur Erzeugung
von Hyaluronsäure
zu bewerten.
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Durch
die Anwendung der hierin ausgeführten
Methoden und Kenntnisse wird die Fachwelt in der Lage sein, Nucleinsäuresegmente
zu erhalten, die das seHAS-Gen codieren. Wie die Fachwelt angesichts
der offenbarten Erfindung anerkennen wird, gewähren diese Vorteile eine bedeutende
Nutzanwendung insofern man in der Lage ist, die Expression des seHAS-Gens
zu kontrollieren und die Beschaffenheit des seHAS-Genprodukts, das
seHAS-Enzyms, das erzeugt wird, zu kontrollieren.
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Dementsprechend
ist die Patentanmeldung auf die Isolation eines gereinigten Nucleinsäuresegmentes
gerichtet, das über
eine codierende Sequenz verfügt,
die enzymatisch aktive HAS codiert unabhängig davon, ob sie aus prokaryotischen
oder eukaryotischen Quellen stammt. Dieses ist deshalb möglich, da
man das Enzym und im Grunde das Gen sowohl in Eukaryoten als auch
in einigen Prokaryoten antrifft. Eukaryoten sind auch dafür bekannt,
das sie HA erzeugen und somit über
HA-Synthese-Gene verfügen,
die in Verbindung mit der Offenbarung der vorliegenden Patentanmeldung
eingesetzt werden können.
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HA-Synthase
codierende Nucleinsäuresegmente
der vorliegenden Patentanmeldung sind als solche festgelegt, die
frei von gesamter chromosomaler oder genomischer DNA isoliert sind,
so dass sie leicht mit Hilfe der Methoden der rekombinanten DNA
gehandhabt werden können.
Dementsprechend bezieht sich die hierin verwendete Formulierung "ein gereinigtes Nucleinsäuresegment" auf ein DNA-Segment,
das frei von unverbundener chromosomaler oder genomischer DNA isoliert
ist und in einem Zustand gehalten wird, mit dem es für die Praxis
rekombinanter Methoden verwendbar wird, wie beispielsweise DNA in
Form eines diskreten isolierten DNA-Fragmentes oder eines Vektors
(z.B. Plasmid, Phage oder Virus), der ein solches Fragment umfasst.
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Die
vorliegende Patentanmeldung offenbart ein gereinigtes Nucleinsäuresegment,
das über
eine codierende Sequenz zum Codieren von enzymatisch aktiver HAS
verfügt.
Speziell codiert das gereinigte Nucleinsäuresegment die seHAS von SEQ
ID NO:2 oder das gereinigte Nucleinsäuresegment weist eine Nucleotidsequenz
entsprechend der SEQ ID NO:1 auf.
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Die
vorliegende Patentanmeldung offenbart ein gereinigtes Nucleinsäuresegment,
das über
eine codierende Sequenz zum Codieren enzymatisch aktiver HAS verfügt, wobei
das gereinigte Nucleinsäuresegment
in der Lage ist, zu der Nucleotidsequenz der SEQ ID NO:1 hybridisiert
zu werden.
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Die
vorliegende Patentanmeldung offenbart außerdem einen natürlichen
oder rekombinanten Vektor, der aus einem Plasmid, Cosmid, Phagen
oder Virusvektor besteht.
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Der
rekombinante Vektor kann außerdem
ein gereinigtes Nucleinsäuresegment
aufweisen, das über eine
codierende Sequenz zum Codieren enzymatisch aktiver HAS verfügt.
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Speziell
codiert das gereinigte Nucleinsäuresegment
die seHAS der SEQ ID NO:2 oder das gereinigte Nucleinsäuresegment
weist eine Nucleotidsequenz in Übereinstimmung
mit SEQ ID NO:1 auf. Wenn es sich bei dem rekombinanten Vektor um
ein Plasmid handelt, kann dieser ferner einen Expressionsvektor
aufweisen. Der Expressionsvektor kann auch einen operativ mit der
enzymatisch aktiven HAS codierenden Sequenz verknüpften Promotor
enthalten.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart eine rekombinante Wirtszelle, wie
beispielsweise eine prokaryotische Zelle, die mit einem rekombinanten
Vektor transformiert ist. In den rekombinanten Vektor einbezogen
ist ein gereinigtes Nucleinsäuresegment
mit einer codierenden Sequenz, die enzymatisch aktive HAS codiert. Speziell
codiert das gereinigte Nucleinsäuresegment
die seHAS der SEQ ID NO:2 oder das gereinigte Nucleinsäuresegment
weist eine Nucleotidfolge entsprechend der SEQ ID NO:1 auf.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart außerdem eine rekombinante Wirtszelle,
wie beispielsweise eine eukaryotische Zelle, die mit einem rekombinanten
Vektor transfiziert ist, der ein gereinigtes Nucleinsäuresegment
mit einer codierenden Sequenz aufweist, die enzymatisch aktive HAS
codiert. Speziell codiert das gereinigte Nucleinsäuresegment
die seHAS der SEQ ID NO:2 oder das gereinigte Nucleinsäuresegment
weist eine Nucleotidsequenz entsprechend der SEQ ID NO:1 auf. Das
Konzept besteht darin, ein speziell modifiziertes seHAS-Gen zu schaffen,
das eine enzymatisch aktive HAS codiert, die ein Hyaluronsäurepolymer
erzeugen kann, das über
eine modifizierte Struktur oder eine modifizierte Größenverteilung
verfügt.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart ferner eine rekombinante Wirtszelle,
die einer Elektroporation unterworfen wurde, um einen rekombinanten
Vektor in die rekombinante Wirtszelle einzuführen. In den rekombinanten
Vektor kann ein gereinigtes Nucleinsäuresegment einbezogen sein,
das über
eine codierende Sequenz verfügt,
die enzymatisch aktive HAS codiert. Speziell codiert das gereinigte
Nucleinsäuresegment
die seHAS der SEQ ID NO:2 oder das gereinigte Nucleinsäuresegment
weist eine Nucleotidsequenz entsprechend der SEQ ID NO:1 auf. Die
enzymatisch aktive HAS kann auch in der Lage sein, ein Hyaluronsäurepolymer
zu erzeugen, das eine modifizierte Struktur oder eine modifizierte
Größenverteilung
hat.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart außerdem eine rekombinante Wirtszelle,
die mit einem rekombinanten Vektor transduziert ist, in den ein
gereinigtes Nucleinsäuresegment
einbezogen ist, das eine codierende Sequenz hat, die enzymatisch
aktive HAS codiert. Speziell codiert das gereinigte Nucleinsäuresegment
die seHAS der SEQ ID NO:2 oder das gereinigte Nucleinsäuresegment
weist eine Nucleotidsequenz entsprechend der SEQ ID NO:1 auf. Die
enzymatisch aktive HAS kann auch in der Lage sein, ein Hyaluronsäurepolymer
zu erzeugen, das eine modifizierte Struktur oder eine modifizierte
Größenverteilung
hat.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart darüber hinaus eine gereinigte
Zusammensetzung, wobei die gereinigte Zusammensetzung ein Polypeptid
aufweist, das eine codierende Sequenz hat, die enzymatisch aktive HAS
codiert, und darüber
eine Aminosäuresequenz
entsprechend der SEQ ID NO:2 hat.
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Außerdem offenbart
die Erfindung ein Verfahren zum Detektieren einer DNA-Spezies, umfassend
die Schritte: (1) Erhalten einer DNA-Probe; (2) Kontaktieren der
DNA-Probe mit einem gereinigten Nucleinsäuresegment entsprechend der
SEQ ID NO:1; (3) Hybridisieren der DNA-Probe und des gereinigten Nucleinsäuresegmentes,
wodurch ein hybridisierter Komplex erzeugt wird; sowie (4) Detektieren
des Komplexes.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart außerdem ein Verfahren zum Detektieren
einer Bakterienzelle, die mRNA codierende seHAS exprimiert, umfassend
die Schritte: (1) Erhalten einer Probe einer Bakterienzelle; (2)
Kontaktieren mindestens einer Nucleinsäure aus der Probe der Bakterienzelle
mit gereinigtem Nucleinsäuresegment
entsprechend der SEQ ID NO:1; (3) Hybridisieren der mindestens einen
Nucleinsäure
und des gereinigten Nucleinsäuresegmentes,
wodurch ein hybridisierter Komplex erzeugt wird; und (4) Detektieren
des hybridisierten Komplexes, wobei die Gegenwart des hybridisierten
Komplexes kennzeichnend für
einen Bakterienstamm ist, der mRNA codierende seHAS exprimiert.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart ferner Verfahren zum Detektieren
des Vorhandenseins von entweder seHAS oder spHAS in einer Zelle.
Speziell umfasst das Verfahren die Verwendung der in den SEQ ID NO:3
bis 8 als Sonden ausgeführten
Oligonucleotide. Diese Oligonucleotide würden einem Arzt ermöglichen, nach
dem Vorhandensein entweder einer seHAS oder spHAS in einer Zelle
zu suchen und diese zu detektieren.
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Die
vorliegende Erfindung umfasst ferner ein Verfahren zum Herstellen
einer Hyaluronsäure,
umfassend die Schritte: (1) Einführen
eines gereinigten Nucleinsäuresegmentes,
das über
eine codierende Sequenz zum Codieren enzymatisch aktiver HAS verfügt, in einem
Wirtsorganismus, wobei der Wirtsorganismus Nucleinsäuresegmente
enthält,
die Enzyme codieren, die UDP-GlcNAc und UDP-GlcA erzeugen; (2) Aufziehen des
Wirtsorganismus in einem Medium zum Abscheiden von Hyaluronsäure und
(3) Gewinnen der abgeschiedenen Hyaluronsäure.
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Das
Verfahren kann außerdem
den Schritt des Extrahierens der abgeschiedenen Hyaluronsäure aus dem
Medium sowie den Schritt des Reinigens der extrahierten Hyaluronsäure umfassen.
Darüber
hinaus kann der Wirtsorganismus eine strukturell modifizierte Hyaluronsäure oder
eine größenmodifizierte
Hyaluronsäure abscheiden.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart eine pharmazeutische Zusammensetzung,
aufweisend vorgewähltes
pharmazeutisches Arzneimittel und eine wirksame Menge von Hyaluronsäure, die
mit Hilfe einer rekombinanten HAS erzeugt wurde. Die pharmazeutische
Zusammensetzung kann über
eine Hyaluronsäure
mit einer pharmazeutischen Zusammensetzung mit modifizierter Molmasse
verfügen,
die in der Lage ist, eine Immunantwort zu umgehen. Die modifizierte
Molmasse kann außerdem
eine pharmazeutische Zusammensetzung erzeugen, die zum Targeting
eines speziellen Gewebes oder eines Zelltyps in dem Patienten mit
einer Affinität
für die
pharmazeutische Zusammensetzung mit modifizierter Molmasse in der
Lage ist.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart außerdem eine gereinigte und
isolierte Nucleinsäuresequenz,
die enzymatisch aktive seHAS codiert, wobei die Nucleinsäuresequenz
(a) die Nucleinsäuresequenz
entsprechend der SEQ ID NO:1 ist; (b) komplementäre Nucleinsäuresequenzen zu der Nucleinsäuresequenz
entsprechend der SEQ ID NO:1 sind; (c) Nucleinsäuresequenzen sind, die die
Nucleinsäure
entsprechend der SEQ ID NO: hybridisieren; und (d) Nucleinsäuresequenzen
sind, die zu den komplementären
Nucleinsäuresequenzen
von SEQ ID NO:1 hybridisieren.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart ferner ein gereinigtes und isoliertes
Nucleinsäuresegment,
im Wesentlichen bestehend aus einem Nucleinsäuresegment, das enzymatisch
aktive HAS codiert.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart ebenfalls ein isoliertes Nucleinsäuresegment,
im Wesentlichen bestehend aus einem Nucleinsäuresegment, das seHAS codiert,
das über
ein Nucleinsäuresegment
verfügt, das
ausreichend duplikativ zu dem Nucleinsäuresegment entsprechend der
SEQ ID NO:1 ist, um den Besitz der biologischen Eigenschaft des
Codierens einer enzymatisch aktiven HAS zu ermöglichen. Das Nucleinsäuresegment
kann auch eine cDNA-Sequenz
sein.
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Darüber hinaus
offenbart die vorliegende Erfindung ein gereinigtes Nucleinsäuresegment,
das über eine
codierende Sequenz zum Codieren enzymatisch aktiver HAS verfügt, wobei
das gereinigte Nucleinsäuresegment
zum Hybridisieren zu der Nucleotidsequenz entsprechend der SEQ ID
NO:1 in der Lage ist.
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Kurze Beschreibung
der verschiedenen Ansichten der Zeichnungen
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Es
zeigen:
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1 dass
es keine Kreuzhybridisierung zwischen seHAS- und spHAS-Genen gibt;
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2 figurativ
die Verwandtschaft von seHAS zu den bakteriellen und eukaryotischen
HAS-Proteinen;
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3 figurativ
die evolutionären
Beziehungen unter einigen der bekannten Hyaluronan-Synthasen;
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4 die
HA-Größenverteilung,
die durch verschiedene gentechnisch bearbeitete Streptokokken-HAS-Enzyme
erzeugt wird.
-
5 figurativ
die Überexpression
von rekombinanter seHAS und spHAS in E. coli;
-
6 die
Reinigung von Streptokokken-HA-Synthese;
-
7 eine
Gelfiltrationsanalyse von HA, synthetisiert mit Hilfe von rekombinanter
Streptokokken-HAS, exprimiert in Hefemembranen;
-
8 eine
Western-Blot-Analyse von rekombinanter seHAS unter Verwendung spezifischer
Antikörper;
-
9 eine
kinetische Analyse der HAS-Größenverteilungen,
erzeugt durch rekombinante seHAS und spHAS;
-
10 graphisch
die Hydropathie-Diagramme für
seHAS und vorhergesagte Membran-assoziierte Bereiche;
-
11 ein
graphisches Modell für
die topologische Organisation des seHAS in der Membran;
-
12 eine Demonstration der Synthese von
authentischer HA durch rekombinante seHAS;
-
13 eine
Erkennung von Nucleinsäuresequenzen,
die seHAS codieren, spHAS codieren oder sowohl seHAS als auch spHAS
codieren, indem spezifische Oligonucleotide und PCR verwendet wurden;
-
14 Oligonucleotide,
die für
spezifische PCR-Hybridisierung verwendet wurden.
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Detaillierte
Beschreibung
-
Bevor
mindestens eine der Ausführungsformen
der Erfindung detailliert erläutert
wird, ist darauf hinzuweisen, dass es als selbstverständlich gilt,
dass die Erfindung nicht in ihrer Anwendung auf die Details der Konstruktion
und der Anordnung der Komponenten beschränkt ist, wie sie in der folgenden
Beschreibung ausgeführt
oder in den Zeichnungen veranschaulicht sind. Die Erfindung ist
mit anderen Ausführungsformen
möglich
oder kann in unterschiedlicher Weise praktiziert oder ausgeführt werden.
Außerdem
gilt als selbstverständlich,
dass die hierin zum Einsatz gelangende Begriffswahl und Terminologie
der Beschreibung dienen und nicht einschränkend auszulegen sind.
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Die
hierin verwendeten Begriffe "Nucleinsäuresegment" und "DNA-Segment" sind austauschbar
und beziehen sich auf ein DNA-Molekül, das frei von der gesamten
genomischen DNA einer speziellen Spezies isoliert worden ist. Daher
bezeichnet eine "gereinigte
DNA" oder Nucleinsäuresegment,
wie sie hierin verwendet werden, ein DNA-Segment, das eine Hyaluronatsynthase
("HAS")-codierende Sequenz
enthält,
und dennoch isoliert von oder frei von unverwandter genomischer
DNA ist, beispielsweise gesamter Streptococcus equisimilis oder
z.B. genomische DNA vom Säugerwirt.
In den Begriff "DNA-Segment" einbezogen sind DNA-Segmente
und kleinere Fragmente solcher Segmente und auch rekombinante Vektoren,
einschließlich beispielsweise
Plasmide, Cosmide, Phagen, Viren und dergleichen.
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In ähnlicher
Weise bezieht sich ein isoliertes oder gereinigtes seHAS-Gen aufweisendes
DNA-Segment auf ein DNA-Segment, einschließlich HAS codierende Sequenzen,
die im Wesentlichen weg von anderen natürlich auftretenden Genen von
Protein codierenden Sequenzen isoliert sind. In diesem Zusammenhang wird
der Begriff "Gen" der Einfachheit
halber zur Bezeichnung eines funktionellen Proteins, Polypeptids
oder einer Peptid codierenden Einheit verwendet. Wie in der Fachwelt
als selbstverständlich
gilt, schließt
dieser funktionelle Begriff genomische Sequenzen ein, cDNA-Sequenzen
oder Kombinationen davon. "Isoliert
im Wesentlichen weg von anderen codierenden Sequenzen" bedeutet, dass das
Gen, das von Interesse ist, in diesem Fall seHAS, den entscheidenden
Teil der codierenden Sequenz des DNA-Segmentes bildet und dass das DNA-Segment
keine größeren Anteile
von natürlich
auftretender codierender DNA enthält, wie beispielsweise große chromosomale
Fragmente oder andere funktionale Gene oder DNA codierende Bereiche.
Selbstverständlich
bezieht sich dieses auf das DNA-Segment, das ursprünglich isoliert
wurde und das keine Gene oder codierende Sequenzen ausschließt, die
später
hinzugefügt
wurden oder vorsätzlich
in dem Segment durch den Menschen belassen wurden.
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Aufgrund
bestimmter Vorteile in Verbindung mit der Verwendung prokaryotischer
Quellen sind die meisten Vorteile der Isolation des HAS-Gens aus
Prokaryoten, wie beispielsweise S. pyrogenes, S. equsimilis oder
P. multocida leicht ersichtlich. Einer dieser Vorteile besteht typischerweise
darin, dass eukaryotische Enzyme signifikante posttranslationale
Modifikationen erfordern können,
die sich nur in einem eukaryotischen Wirt erzielen lassen. Dadurch
wird sich die Anwendbarkeit jedes der erhaltenen eukaryotischen
HA-Synthase-Gene beschränken.
Darüber
hinaus wird man in der Fachwelt mühelos weitere Vorteile in Bezug
auf Zeit und Einfachheit der genetischen Manipulation dort erkennen,
wo man ein prokaryotisches Enzym-Gen zum Einsatz sucht. Diese weiteren
Vorteile schließen
ein: (a) die Einfachheit der Isolation eines prokaryotischen Gens
aufgrund der relativ geringen Größe des Genoms
und daher des reduzierten Umfanges des Screenings der entsprechenden
Genombank und (b) die Einfachheit der Manipulation aufgrund der
Gesamtgröße der codierenden
Sequenz eines prokaryotischen Gens, die aufgrund des Fehlens von
Intronen bedeutend geringer ist. Wenn das Produkt des seHAS-Gens
(d.h. des Enzyms) darüber
hinaus posttranslationale Modifikationen erfordert, würde dies
am Besten in einer ähnlichen
prokaryotischen Zellularumgebung (Wirt) erreicht werden, von der
das Gen deriviert wurde.
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Vorzugsweise
werden in die erfindungsgemäßen DNA-Sequenzen
ferner genetische Kontrollsequenzen einbezogen sein, die die Expression
der Sequenz in einem ausgewählten
rekombinanten Wirt ermöglicht. Selbstverständlich wird
die Beschaffenheit der zum Einsatz gelangenden Kontrollsequenz in
der Regel von der speziellen Anwendung abhängen, die vorgesehen ist (z.
B. der zu klonende Wirt).
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Speziell
betrifft die Erfindung isolierte DNA-Segmente und rekombinante Vektoren,
in die die DNA-Sequenzen eingebaut sind, die ein seHAS-Gen codieren,
das im Inneren seiner Aminosäuresequenz
eine Aminosäuresequenz
entsprechend der SEQ ID NO:2 enthält. Darüber hinaus betrifft die Erfindung
speziell isolierte DNA-Segmente und rekombinante Vektoren, in die
DNA-Sequenzen eingebaut
sind, die ein Gen codieren, das im Inneren seiner Aminosäuresequenz
die Aminosäuresequenz
eines HAS-Gens oder DNA enthält,
und speziell ein HAS-Gen oder cDNA. Die mit der Streptococcus equisimilis-HAS
korrespondieren. Wo beispielsweise das DNA-Segment oder der Vektor
ein HAS-Protein
voller Länge
codiert oder zur Verwendung beim Exprimieren des HAS-Proteins vorgesehen
ist, sind bevorzugte Sequenzen solche, wie sie weitgehend in der
SEQ ID NO:2 ausgeführt
sind.
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Nucleinsäuresegmente
mit HA-Synthase-Aktivität
können
mit Hilfe der hierin beschriebenen Methoden isoliert werden. Der
Begriff "eine Sequenz,
wie sie weitgehend in SEQ ID NO:2 ausgeführt ist" bedeutet, dass die Sequenz im Wesentlichen
einem Abschnitt der SEQ ID NO:2 entspricht und relativ wenige Aminosäuren hat,
die nicht mit den Aminosäuren
der SEQ ID NO:2 identisch sind oder ein biologisch funktionelles Äquivalent
davon sind. Der Begriff "biologisch
funktionelles Äquivalent" gilt auf dem Fachgebiet
als wohlverstanden und wird hierin weiter im Detail als ein Gen
festgelegt, das eine Sequenz hat, die im Wesentlichen in der SEQ ID
NO:2 ausgeführt
ist und die mit der Fähigkeit
von Prokaryoten zur Erzeugung von HA oder eines Hyaluronsäureüberzuges
in Verbindung steht.
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Beispielsweise
sind die seHAS- und spHAS-codierenden Sequenzen zu näherungsweise
70% identisch und reich an den Basen Adenin (A) und Thymin (T).
Die seHAS-Base enthält:
A-26,71%, C-19,13%, G-20,81% und T-33,33% (A/T=60%). Währenddessen
enthält
spHAS: A-31,34%, C-16,42%, G-16,34% und T-35,8% (A/T=67%). In der
Fachwelt wird uns überraschen,
dass die seHAS-codierende
Sequenz nicht mit dem spHAS-Gen und umgekehrt hybridisiert wird, obwohl
sie zu 70% identisch sind. Diese unerwartete Unfähigkeit zur Kreuzhybridisierung
könnte
eine Folge kurzer Interruptionen von fehlangepassten Basen durch
die offenen Translationsraster sein. Die Unfähigkeit von spHAS und seHAS
zur Kreuzhybridisierung ist in 1 gezeigt.
Die längste
Strecke von identischen Nucleotiden, die sowohl die seHAS- als auch
die spHAS-codierenden Sequenzen gemeinsam haben, beträgt lediglich
20 Nucleotide. Darüber
hinaus werden die an A-T sehr reichen Sequenzen weniger stabile
Hybridisierungskomplexe bilden als die an G-C-reichen Sequenzen.
Eine andere mögliche
Erklärung
dafür könnte sein,
dass es mehrere Strecken von A's
oder T's in beiden
Sequenzen gibt, die in ein in fehlangepasster und unstabiler Weise
hybridisiert sind. Dieses würde
die seHAS- und spHAS-Gensequenzen zueinander außerhalb des Rahmens bringen,
wodurch die Wahrscheinlichkeit einer produktiven Hybridisierung
abnimmt.
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Aufgrund
dieses einzigartigen Phänomens,
dass zwei Gene Proteine codieren, die zu 70% identisch nicht in
der Lage sind, untereinander eine Kreuzhybridisierung einzugehen,
ist es nützlich,
an das beanspruchte Nucleinsäuresegment
hinsichtlich seiner Funktionen zu denken, d.h. ein Nucleinsäuresegment,
das enzymatisch aktiv Hyaluronatsynthase codiert. Für den Durchschnittsfachmann
auf dem Gebiet ist erkenntlich, dass ein enzymatisch aktive Hyaluronatsynthase
codierendes Nucleinsäuresegment
konservative oder halbkonservative Substitutionen zu den in SEQ
ID NO:1 und 2 ausgeführten
Sequenzen enthält
und dennoch innerhalb des Schutzbereichs der Offenbarung der vorliegenden
Erfindung liegt.
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Insbesondere
ist das Gebiet übervoll
mit Beispielen für
Möglichkeiten
der Ärzte,
strukturelle Änderungen
an einem Nucleinsäuresegment
vorzunehmen (d.h. konservative oder halbkonservative Aminosäuresubstitutionen
zu codieren) und dennoch dessen enzymatische oder funktionelle Aktivität zu bewahren.
Siehe hierzu beispielsweise: (1) Risler et al., "Amino Acid Substitutions in Structurally
Related Proteins. A Pattern Recognition Approach", J. Mol. Biol. 204:1019–1029 (1988)
["...aufgrund der
beobachteten Austauschbarkeit von Aminosäure-Seitenketten, konnten lediglich
vier Gruppen aufgezeichnet werden; (i) Ile und Val; (ii) Leu und Met;
(iii) Lys, Arg und GIn und (iv) Tyr und Phe"]; (2) Nicfind et al., "Amino Acid Similarity
Coefficients for Protein Modeling and Sequence Alignment Derived
from Main-Chain Folding Anoles",
J. Mol. Biol., 219:481–497 (1991)
[Ähnlichkeitsparameter
machen es möglich,
Aminosäure-Substitutionen zu
konzipieren]; und (3) Overington et al., "Environment-Specific Amino Acid Substitution
Tables: Tertiary Templates and Prediction of Protein Folde", Protein Science
1:216–226
(1992) ["Analyse
beobachteter Substitutions muster als Funktion der örtlichen
Umgebung zeigt, dass es verschiedene Muster gibt..." kompatible Änderungen
können
vorgenommen werden].
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Diese
Fundstellen und zahllose weitere zeigen, dass der Durchschnittsfachmann
auf dem Gebiet mit einer vorgegebenen Nucleinsäuresequenz Substitutionen und Änderungen
an der Nucleinsäuresequenz
vornehmen könnte,
ohne ihre Funktionalität
zu verändern.
Außerdem
kann ein substituiertes Nucleinsäuresegment
im hohen Grad identisch sein und seine enzymatische Aktivität in Bezug
auf dessen unverfälschte
Ausgangssubstanz bewahren und dennoch bei Versagen, sich damit zu
hybridisieren.
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Die
Erfindung offenbart Nucleinsäuresegmente,
die enzymatisch aktive Hyaluronatsynthase – seHAS und spHAS, codieren.
Obgleich seHAS und spHAS zu 70% identisch sind und beide enzymatisch
aktive Hyaluronatsynthase codieren, gehen sie keine Kreuzhybridisierung
ein. Damit wäre
für den
Durchschnittsfachmann auf dem Gebiet erkennbar, dass Substitutionen
an dem in der SEQ ID NO:1 aufgelisteten seHAS-Nucleinsäuresegment
vorgenommen werden könnten,
ohne vom Schutzbereich und den Ansprüchen der vorliegenden Erfindung
abzuweichen. In Tabelle I werden standardisierte und anerkannt funktionell äquivalente
Aminosäuresubstitutionen
dargestellt.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart ein gereinigtes Nucleinsäuresegment,
das ein Protein entsprechend der SEQ ID NO:2 codiert, das weiter
als ein rekombinanter Vektor definiert wird. Der hierin verwendete Begriff "rekombinanter Vektor" bezieht sich auf
einen Vektor, der so modifiziert worden ist, dass er ein Nucleinsäuresegment
enthält,
das ein HAS-Protein oder ein Fragment davon codiert. Der rekombinante
Vektor kann ferner als ein Expressionsvektor definiert werden, der
einen Promotor aufweist, der operativ mit dem HAS-codierenden Nucleinsäuresegment
verbunden ist.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart außerdem eine Wirtszelle, die
mit einem rekombinanten Vektor, der ein HAS-Gen aufweist, rekombinant
gemacht wird. Die bevorzugte rekombinante Wirtszelle kann eine prokaryotische
Zelle sein. Darüber
hinaus offenbart die Erfindung, dass die rekombinante Wirtszelle
eine eukaryotische Zelle ist. Der hierin verwendete Begriff "gentechnisch bearbeitete" oder "rekombinante Zelle" soll sich auf eine
Zelle beziehen, in die ein rekombinantes Gen, wie beispielsweise
ein HAS-codierendes Gen, eingeführt
worden ist. Daher sind gentechnisch bearbeitete Zellen von natürlich auftretenden
Zellen unterscheidbar, die kein rekombinant eingeführtes Gen
enthalten. Gentechnisch bearbeitete Zellen sind damit Zellen, die
ein Gen oder Gene haben, die in das Gen eingeführt wurden. Gentechnisch bearbeitete
Zellen sind solche Zellen, die ein Gen oder Gene haben, die durch
den Menschen eingeführt
worden sind. Rekombinante eingeführte Gene
werden entweder in Form eines cDNA-Gens vorliegen, einer Kopie eines
genomischen Gens oder werden Gene enthalten, die angrenzend an einen
Promotor angeordnet sind, der nicht auf natürliche Weise mit dem speziellen
eingeführten
Gen verbunden ist.
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Wo
die Verwendung eines anderen Wirtes als Streptococcus angestrebt
wird, was zur Erzeugung von rekombinanter HA-Synthase zur Anwendung
gelangen kann, kann es von Vorteil sein, ein prokaryotisches System
einzusetzen, wie beispielsweise E. coli, B. subtilis, Lactococcus
sp., oder sogar eukaryotische Systeme, wie beispielsweise Hefe oder
Eierstöcke
von Chinesischen Hamstern, Nierenzellen vom Afrikanischen Grünaffen,
VERO-Zellen oder dergleichen. Wo dieses in Frage kommt, wird man
selbstverständlich
in der Regel anstreben, das HA-Synthase-Gen unter der Kontrolle
von Sequenzen zu bringen, die in dem ausgewählten alternativen Wirt funktionsfähig sind.
Die geeigneten DNA-Kontrollsequenzen sowie deren Konstruktion und Verwendung
sind auf dem Fachgebiet allgemein gut bekannt und werden nachfolgend
detaillierter diskutiert.
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In
die HA-Synthase codierenden DNA-Segmente weiter einbezogen sind
DNA-Sequenzen, die auf dem Gebiet als funktionelle Quellen der Replikation
bekannt sind oder als "Replikone", die eine Replikation
von angrenzenden Sequenzen durch den speziellen Wirt ermöglichen.
Derartige Quellen erlauben die Herstellung von extrachromosomal
lokalisierten und replizierenden chimären Segmenten oder Plasmiden,
mit denen die HA-Synthase-DNA-Sequenzen ligiert sind. In mehr bevorzugten
Fällen
ist der eingesetzte Ursprung ein solcher, der zur Replikation in
bakteriellen Wirten in der Lage ist, die für biotechnologische Anwendungen
geeignet sind. Für
eine größere Vielseitigkeit
geklonter DNA-Segmente
kann es jedoch wünschenswert
sein, alternativ oder sogar zusätzlich
Quellen einzusetzen, die von anderen Wirtssystemen erkannt werden,
deren Verwendung als mit einbezogen gilt (wie beispielsweise in
einem Shuttle-Vektor).
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Die
Isolation und Verwendung anderer Replikationsquellen, wie beispielsweise
das SV40, Polyom- oder Rinder-Papillomavirus als Quellen, die zum
Klonen oder zur Expression in einer Reihe von Organismen zum Einsatz
gelangen können,
sind in der Fachwelt gut bekannt. In bestimmten Fällen lässt sich
die Offenbarung der Erfindung in Bezug auf einen rekombinanten Transformationsvektor
abgrenzen, in den eine HA-Synthase codierende Gensequenz zusammen
mit einer entsprechenden Replikationsquelle und unter Kontrolle ausgewählter Kontrollsequenzen
einbezogen ist.
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Angesichts
der Offenbarung der Erfindung ist damit von der Fachwelt zu erkennen,
dass andere Möglichkeiten
angewendet werden können,
um das HAS-Gen oder
die cDNA zu erhalten. Beispielsweise können Polymerasekettenreaktion
oder RT-PCR-erzeugte DNA-Fragmente erhalten werden, die vollständige Komplemente
von Genen oder cDNA's
von einer Reihe von Quellen enthalten, in die andere Stämme von
Streptococcus oder Formen von eukaryotischen Quellen einbezogen
sind, wie beispielsweise cDNA-Genombanken. Im Sinne der vorliegenden
Erfindung kann nahezu jede beliebige Vorgehensweise zum molekularen
Klonen für die
Erzeugung von DNA-Fragmenten eingesetzt werden. Die einzige Beschränkung, die
daher für
die spezielle Methode besteht, die allgemein für die Isolation einer DNA eingesetzt
wird, besteht darin, dass die isolierten Nucleinsäuren eine
biologisch funktionelle, äquivalente
HA-Synthase codieren müssen.
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Sobald
die DNA isoliert worden ist, wird sie mit einem ausgewählten Vektor
ligiert. Es kann nahezu jeder beliebige Klonierungsvektor eingesetzt
werden, um die Vorteile im Rahmen der Erfindung zu realisieren. Typische
anwendbare Vektoren schließen
Plasmide und Phagen für
die Verwendung in prokaryotischen Organismen ein und sogar virale
Vektoren zur Verwendung in eukaryotischen Organismen. Beispiele
schließen
ein: pKK223-3, pSA3, rekombinante Lambda-, SV40-, Polyom-, Adenovirus,
Rinder-Papillomvirus und Retroviren. Es wird allerdings angenommen,
dass schließlich
besondere Vorteile dort realisiert werden können, wo Vektoren zur Replikation
sowohl von Lactococcus oder Bacillus-Stämmen und E. coli in der Lage
sind, die eingesetzt werden.
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Vektoren,
wie diese, wurden mit Hilfe des pSA3-Vektors von Dao und Ferretti
oder mit Hilfe des pAT19-Vektors von Trieu-Cuot, et al., exemplifiziert
und ermöglichen
die Ausführung
einer klonalen Kolonieauswahl in einem leicht manipulierten Wirt,
wie beispielsweise E. coli, gefolgt von einem nachfolgenden Transfer
zurück
zu Lactococcus oder Bacillus-Stämmen
mit Lebensmittelqualität
für die
Erzeugung von HA. Diese sind gutartige und gut untersuchte Organismen,
die in der Erzeugung bestimmter Lebensmittel und Produkte der Biotechnologie
verwendet werden. Sie sind insofern vorteilhaft, dass man die Fähigkeit
der Stämme
Lacfococcus oder Bacillus zur Synthese von HA durch Gendosierung
verbessern kann (d.h. Bereitstellen von zusätzlichen Kopien des HA-Synthase-Gens durch Amplifikation)
und/oder Einschluss von zusätzlichen
Genen zur Verbesserung der Verfügbarkeit
von HA-Präkursoren.
Die einem Bakterium innewohnende Fähigkeit zur Synthese von HA
kann auch durch die Erzeugung von zusätzlichen Kopien oder Amplifikation
des Plasmids verbessert werden, welches das HA-Synthese-Gen trägt. Diese
Amplifikation kann bis zu einer 10-fachen Erhöhung der Plasmid-Kopiezahl
betreffen und damit der Kopiezahl des HA-Synthasegens.
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Eine
andere Prozedur, mit der man die Kopiezahl des HA-Synthasegens weiter
erhöhen
kann ist die Insertion von mehrfachen Kopien des Gens in das Plasmid.
Eine andere Methode würde
das Integrieren des HAS-Gens in die chromosomale DNA einschließen. Diese
zusätzliche
Amplifikation wäre
besonders gut durchführbar,
da das bakterielle HA-Synthasegen eine kleine Größe hat. In einigen Szenarien
wird der chromosomale DNA-ligierte Vektor eingesetzt, um den Wirt,
der für
die Zwecke des klonalen Screenings ausgewählt wird, wie beispielsweise
E. coli, durch die Verwendung eines Vektors zu transfizieren, der
zum Exprimieren der insertierten DNA in dem ausgewählten Wirt
in der Lage ist.
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Wo
eine eukaryotische Quelle, wie beispielsweise dermale oder synoviale
Fibroblasten oder Hahnenkamm-Zellen, zum Einsatz gelangt, wird es
erstrebenswert sein, mit der Herstellung einer cDNA-Genbank zu beginnen.
Dieses gelangt zur Ausführung,
indem zuerst mRNA aus den vorgenannten Zellen isoliert wird, gefolgt
von einer Herstellung einer doppelsträngigen cDNA unter Verwendung
eines Enzyms mit Reversetranskriptaseaktivität und Ligation mit dem ausgewählten Vektor.
Für die
Herstellung der doppelsträngigen
cDNA sind zahlreiche Möglichkeiten
auf dem Gebiet verfügbar
und bekannt, und es wird angenommen, dass alle diese Methoden anwendbar
sind. Eine bevorzugte Methode umfasst die Umkehrtranskription. Sobald
man eine Population von doppelsträngigen cDNA's erhalten hat, wird eine cDNA-Genbank
in dem ausgewählten
Wirt mit Hilfe anerkannter Methoden hergestellt, wie beispielsweise
durch Ligation in den entsprechenden Vektor und Amplifikation des
entsprechenden Wirtes. In Folge der hohen Zahl von Klonen, die erhalten
wird, und der relativen Einfachheit des Screenings großer Zahlen
von Klonen mit Hilfe der hierin ausgeführten Methoden wird man bestrebt
sein, Phagenexpressionsvektoren, wie beispielsweise λgt11, λgt12, λGem11 und/oder λZAP, für das Klonen
und Expressionsscreening der cDNA-Klone einzusetzen.
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Die
Erfindung betrifft ebenfalls isolierte DNA-Segmente und rekombinante
Vektoren, in deren Sequenz eine Nucleinsäuresequenz einbezogen ist,
wie sie weitgehend in der SEQ ID NO:1 ausgeführt ist. Der Begriff "weitgehend ausge führt in der
SEQ ID NO:1" wird
in dem gleichen Sinn wie vorstehend beschrieben verwendet und bedeutet,
dass die Nucleinsäuresequenz
weitgehend einem Abschnitt der SEQ ID NO:1 entspricht und relativ
wenige Codone hat, die nicht identisch oder funktionell gleichwertig
mit den Codonen der SEQ ID NO:1 sind. Der hierin verwendete Begriff "funktionell äquivalentes
Codon" bezeichnet
Codone, die die gleiche Aminosäure
codieren, wie beispielsweise die 6 Codone für Arginin oder Serin, wie sie
in Tabelle 1 aufgelistet sind, und bezieht sich auch auf Codone,
die biologisch äquivalente
Aminosäuren
codieren.
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Es
gilt ebenfalls als selbstverständlich,
dass Aminosäure-
und Nucleinsäuresequenzen
zusätzliche Reste
enthalten können,
wie beispielsweise zusätzliche
N- oder C-terminale Aminosäuren
oder 5'- oder 3'-Nucleinsäuresequenzen,
und dennoch im Wesentlichen so sind, wie in einer der hierin offenbarten
Sequenzen, so lange die Sequenz den vorstehend ausgeführten Kriterien
genügt,
einschließlich
der Bewahrung der biologischen Proteinaktivität, was die Protein-Expression
und Enzymaktivität
betrifft. Die Hinzufügung
terminaler Sequenzen gilt besonders für Nucleinsäuresequenzen, die beispielsweise
verschiedene nicht codierende Sequenzen enthalten können, die
entweder die 5'- oder 3'-Abschnitte der codierenden
Sequenz flankieren oder verschiedene innere Sequenzen enthalten
können,
von denen bekannt ist, dass sie im Inneren der Gene auftreten. Insbesondere
scheint die Aminosäuresequenz
des HAS-Gens in Eukaryoten um 40% größer zu sein, als sie in Prokaryoten
angetroffen wird.
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Erlaubt
man die Degeneration des genetischen Codes sowie konservative und
halbkonservative Substitutionen, so werden Sequenzen, die zwischen
etwa 40% und etwa 80% und mehr bevorzugt zwischen etwa 80% und etwa
90% oder sogar noch mehr bevorzugt zwischen etwa 90% und etwa 99%
Nucleotide haben, die mit den Nucleotiden der SEQ ID NO:1 identisch
sind, Sequenzen sein, die "im
Wesentlichen so wie in SEQ ID NO:1 ausgeführt" sind.
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Sequenzen,
die im Wesentlichen die gleichen sind, wie sie in SEQ ID NO:1 ausgeführt sind,
können auch
funktionell als Sequenzen festgelegt werden, die zum Hybridisieren
mit einem Nucleinsäuresegment
in der Lage sind, welches das Komplement der SEQ ID NO:1 unter Standardbedingungen
oder weniger strengen Bedingungen des Hybridisierens enthält. Geeignete
Standardbedingungen der Hybridisierung sind der Fachwelt wohl bekannt
und werden hierin eindeutig festgelegt.
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Der
hierin verwendete Begriff "Standardbedingungen
der Hybridisierung" wird
zur Beschreibung solcher Bedingungen verwendet, unter denen im Wesentlichen
komplementäre
Nucleinsäuresegmente
standardmäßig Watson-Crick-Basenpaare
bilden. Es sind eine Reihe von Faktoren bekannt, die die Spezifität des Bindens
oder der Hybridisierung bestimmen, wie beispielsweise pH-Wert, Temperatur,
Salzkonzentration, das Vorhandensein von Mitteln, wie beispielsweise
Formamid und Dimethylsulfoxid, die Länge der Segmente, die hybridisieren,
und dergleichen. Geht man davon aus, dass kürzere Nucleinsäuresegmente
für die
Hybridisierung verwendet werden, wie beispielsweise Fragmente zwischen
etwa 14 und etwa 100 Nucleotide, so schließen die bevorzugten Bedingungen
von Salz und Temperatur für
die Hybridisierung 1,2 bis 1,8 × HPB
bei 40° bis
50°C ein.
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Selbstverständlich umfasst
die vorliegende Erfindung auch DNA-Segmente, die zu der in SEQ ID NO:1
ausgeführten
Sequenz komplementär
oder weitgehend komplementär
sind. Nucleinsäuresequenzen, die "komplementär" sind, sind solche,
die in der Lage sind, nach den Standardregeln der Komplementarität nach Watson-Crick
Basenpaare zu bilden. Wie hierin verwendet, bedeutet der Begriff "komplementäre Sequenzen" Nucleinsäuresequenzen,
die weitgehend komplementär
sind, was mit Hilfe des gleichen Nucleotidvergleichs bewertet werden
kann, wie er vorstehend ausgeführt
wurde, oder damit definiert werden kann, dass sie zum Hybridisieren
mit dem Nucleinsäuresegment
der SEQ ID NO:1 in der Lage sind.
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Die
Nucleinsäuresegmente
der vorliegenden Erfindung können
unabhängig
von der Länge
der codierenden Sequenz selbst mit anderen DNA-Sequenzen kombiniert werden, wie beispielsweise
Promotoren, Polyadenylierungssignalen, zusätzlichen Restriktionsenzymstellen,
mehrfachen Klonierungsstellen, Epitop-Tags, Polyhistidin-Sequenzen,
anderen codierenden Segmenten und dergleichen, so dass ihre Gesamtlänge erheblich
variieren kann. Man geht daher davon aus, dass ein Nucleinsäurefragment
von fast jeder beliebigen Länge eingesetzt
werden kann, wobei die Gesamtlänge
vorzugsweise durch die leichte Herstellung und Verwendung in dem
vorgesehenen Protokoll der rekombinanten DNA begrenzt ist.
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Es
gilt auch als selbstverständlich,
dass die vorliegende Erfindung nicht auf die spezielle Nucleinsäure und
Nucleinsäuresequenzen
der SEQ ID NO:1 und 2 beschränkt
ist. Rekombinante Vektoren und isolierte DNA-Segmente können daher
verschiedentlich die HAS codierenden Sequenzen selbst einbeziehen,
codierende Sequenzen, die ausgewählte
Veränderungen
oder Modifikationen in der Sequenz der Grundcodierung tragen, oder
sie können
größere Polypeptide
codieren, die nichtsdestoweniger HAS codierende Sequenzen enthalten,
oder können
biologisch funktionell äquivalente
Proteine oder Peptide codieren, die variierende Aminosäuresequenzen
haben.
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Wir
haben beispielsweise Hyaluronatsynthase in zwei anderen Systemen
gefunden, charakterisiert und gereinigt: (a) die Gram-negativen
Bakterien Pasturella multocida (SEQ ID NO:19); und (2) das Chlorella-Virus
PBCV-1 (SEQ ID NO:7 und 8). Das Vorhandensein von Hyaluronansynthase
in diesen zwei Systemen und unsere Möglichkeit zum Reinigen und
Verwenden der Hyaluronansynthase aus diesen zwei verschiedenen Systemen
in unsere Möglichkeit
zur Reinigung und Isolierung von Nucleinsäuresequenzen, die enzymatisch
aktive Hyaluronansynthase codieren.
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Es
wurde seit langem vermutet, dass die Kapsel vom Carter-Typ A P.
multocida (SEQ ID NO:19) HA enthält.
Die Charakterisierung der HA-Synthase von P. multocida führte zu
interessanten enzymologischen Unterschieden zwischen dieser und
den seHAS- und spHAS-Proteinen.
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P.
multocida-Zellen erzeugen eine leicht sichtbare extrazelluläre HA-Kapsel und da die
zwei Streptokokken HAS's
Membranproteine sind, wurden Membranpräparate des Erregers der Geflügelcholera
getestet. In ersten Versuchen besaßen rohe Membranfraktionen,
die aus der Ultraschallbehandlung kamen, allein sehr geringe Mengen
an UDP-GlcNAc-abhängigen
UDP-(14C)GlcA-Einbau in die HA(etwa 0,2 pM von GlcA-Transfer
(μg Proteine)–1h–1),
wenn sie einem Assay unter ähnlichen
Bedingungen unterworfen wurden wie zum Messen der Aktivität von Streptokokken-HAS.
Das Enzym aus E. coli mit dem rekombinanten hasA-Plasmid war gegenüber einer
ersten Isolation schwer abbaubar. Diese Ergebnisse standen im Gegensatz
zu den leicht detektierbaren Mengen, die mit Hilfe ähnlicher
Methoden von Streptococcus erhalten wurden.
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Ein
alternatives Herstellungsprotokoll unter Anwendung einer eiskalten
Lysozymbehandlung in Gegenwart von Proteaseinhibitoren in Verbindung
mit einer Ultraschallbehandlung ermöglichte die Wiederherstellung
von HAS-Aktivität
aus beiden Spezies der Gram-negativen Bakterien. Es wurden spezifische
Aktivitäten für HAS von
5 bis 10 pM von GlcA transferiert (μg Protein)–1h–1 und
routinemäßig für Rohmembranen
vom Wildtyp P. multocida mit der neuen Methode erhalten. Bei Fehlen
von UDP-GlcNAc wurde nahezu keine Radioaktivität (<1% des identischen Assays mit beiden
Zucker-Präkursoren)
von UDP(14C)GlcA in das höher molekulare
Material eingebaut. Aus einem kapselfreien Mutanten hergestellte
Membranen, TnA, besaßen
keine nachweisbare HAS-Aktivität bei Ergänzung mit
beiden Zucker-Nucleotidpräkursoren
(Daten sind nicht gezeigt). Die Gelfiltrationsanalyse unter Anwendung
einer Sephacryl S-200-Säule
zeigt, dass die relative Molekülmasse
des überwiegenden
Teils des 14C-markierten Produktes, das in vitro synthetisiert
wurde, ≥8 × 104 Da betrug, da das Material in freie Volumina
eluierte, wobei ein solcher Wert in Übereinstimmung mit dem aus
mindestens 400 Monomeren aufgebauten HA-Molekül steht. Dieses Produkt ist
gegenüber
einem Abbau durch Streptomyces-Hyaluronidase ansprechbar, jedoch
gegenüber
einer Proteasebehandlung beständig.
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Die
Parameter des HAS-Assays wurden variiert, um den Einbau von UDP-Zuckern in das Polysaccharid
mit Hilfe von P. multocida-Membranen auf ein Maximum zu bringen.
Die Streptokokken-spHAS erfordert Mg2+,
weshalb dieses Metallion in die ersten Assays von P. multocida-Membranen
einbezogen wurde. Das P. multocida-HAS (pmHAS) war relativ aktiv
von pH 6,5 bis 8,6 in diesen Puffern vom Tris-Typ mit einem Optimum bei
pH 7. Die HAS-Aktivität
war im Bezug auf die Inkubationsdauer bei neutralem pH-Wert für mindestens
1 Stunde linear. Die pmHAS war offensichtlich weniger aktiv bei
höheren
Ionenstärken,
da die Zugabe von 100 mM NaCl zu der Reaktion mit einem Gehalt von
50 mM Tris, pH 7 und 20 mM MgCl2 den Zuckereinbau
um etwa 50% verringerte.
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Die
Metallion-Spezifizität
der pmHAS wurde bei pH 7 bewertet. Unter metallfreien Bedingungen
in Gegenwart von EDTA war kein Einbau von radiomarkiertem Präkursor in
das Polysaccharid nachweisbar (<0,5% maximales
Signal). Mn2+ ergab die höchsten Einbauraten
bei den niedrigsten Ionenkonzentrationen für die getesteten Metalle (Mg,
Mn, Co, Cu und Ni). Mg2+ ergab etwa 50%
der Mn2+-Stimulation, jedoch bei 10-fach
höheren
Konzentrationen. Co2+ oder Ni2+ bei
10 mM stützten
niedrigere Werte der Aktivität
(20% bzw. 9% von 1 mM Mn2+-Assays), jedoch
waren mit 10 mM Cu2+ versorgte Membranen
inaktiv. So führte
ein Mischen von 10 mM Cu2+ und 20 mM Mg2+ mit dem Membrapräparat zu fast keinem Einbau
von Marker in das Polysaccharid (<0,8%
Mg, einziger Wert).
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Die
erste Charakterisierung der pmHAS wurde in Gegenwart von Mg2+ ausgeführt.
Die Bindungsaffinität
des Enzyms für
seine Zucker-Nucleotidpräkursoren
wurde bewertet, indem der scheinbare KM-Wert
gemessen wurde. Der Einbau von (14C)GlcA
oder (3H)GlcNAc in Polysaccharid wurde bei
variierenden Konzentrationen von UDP-GlcNAc oder UDP-GlcA beobachtet.
In Mg2+-enthaltenden Kupfern betrugen die
scheinbaren KM-Werte etwa 20 μM für UDP-GlcA
und etwa 75 μM
für UDP-GlcNAc,
die unter Nutzung der Hanes-Woolf-Kurven ([S]/v in Abhängigkeit
von [S]) der Titrationswerte. Die Vmax-Werte
für beide
Zucker waren die gleichen, da die Steigungen entsprechend 1/Vmax der Hanes-Woolf-Kurven gleich waren. Im Vergleich zu den
Ergebnissen aus den Assays mit Mg2+ war
der KM-Wert für UDP-GlcNAc um etwa 25 bis
50% bis etwa 105 μM
erhöht
und Vmax nahm um einen Faktor von 2- bis
3-fach in Gegenwart von Mn2+ zu.
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Die
HA-Synthaseenzyme entweder von P, multocida, S. equisimilis oder
S. pyrogenes nutzen UDP-Zucker, jedoch besitzen sie im Bezug auf
pH- und Metallionen-Abhängigkeit
und im Bezug auf KM-Werte etwas andere kinetische Optima.
Die Enzyme sind am aktivsten bei pH 7, jedoch zeigt die pmHAS nach
Veröffentlichungen
eine größere Aktivität bei leicht
saurem pH-Wert und ist oberhalb von pH 7,4 relativ inaktiv. Die pmHAS
nutzt Mn2+ effizienter als Mg2+ unter
den Bedingungen des in vitro-Assays, jedoch ist die Identität des physiologischen
Metall-Cofaktors in der Bakterien-Zelle unbekannt. Im Vergleich
zu früheren
Untersuchungen mit dem Streptokokkenenzym war Mg2+
sehr viel besser als Mn2+, wenngleich die
kleinere Wirkung von Mn2+ bei etwa 10-fach
niedrigeren Konzentrationen als der optimalen Mg2+-Konzentration
maximal war. Offensichtlich bindet die pmHAS die UDP-Zucker fester
als spHAS. Die gemessenen KM-Werte für die pmHAS
in Rohmembranen waren für
jedes Substrat um etwa 2- bis 3-fach geringer als diejenigen, die
von der HAS erhalten wurden, die in Streptokokkenmembranen angetroffen
wird: 50 oder 39 μM
für UDP-GlcA
und 500 oder 150 μM für UDP-GlcNAc.
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Anhand
kinetischer Analysen war der Vmax Wert der
pmHAS um das 2- bis 3-fache höher
in Gegenwart von Mn2+ als von Mg2+, jedoch war der UDP-GlcNAc-KM-Wert
in Assays mit dem ersteren Ion geringfügig erhöht. Diese Beobachtung der offensichtlich
herabgesetzten Affinität
legt nahe, dass die erhöhte
Polymerisationsgeschwindigkeit nicht auf ein besseres Binden des
Mn2+-Ion/Zucker-Nucleotid-Komplex
an der/den enzymaktiven Stelle(n) zurückzuführen ist. Daher ist es möglich, dass
Mn2+ einen etwas anderen Reaktionsschritt
verstärkt,
eine andere Stelle/Struktur des Enzyms verändert oder die Umgebung der
Phospholipidmembran verändert.
Die Gensequenz und die Proteinsequenz von pmHAS ist in SEQ ID NO:19
gezeigt.
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Das
Chlorellavirus PBCV-1 codiert eine funktionelle Glykosyltransferase,
die ein Polysaccharid, Hyaluronan (Hyaluronsäure, HA) synthetisieren kann.
Dieses Ergebnis steht im Widerspruch zu der allgemeinen Beobachtung,
dass Viren entweder: (a) Glykosyltransferasen der Wirtszelle zur
Erzeugung neuer Kohlenhydratstrukturen nutzen oder (b) Glykokonjugate
der Wirtszelle während
der Virionmutation sammeln. Außerdem ist
die HA allgemein in Bezug auf Tiere und einige wenige ihrer virulenten
Bakterienpathogene als eingeschränkt
angesehen worden. Obgleich viele Pflanzen- Kohlenhydrate charakterisiert
worden sind ist in Zellen von Pflanzen oder Protisten weder HA noch
ein verwandtes Analogon zuvor nachgewiesen worden.
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Die
HAS-Enzyme von Vertebraten (DG42, HAS1, HAS2, HAS3) und Streptokokken-HasA-Enzyme (spHAS
und seHAS) haben mehrere Bereiche mit Ähnlichkeit der Sequenz. Beim
Sequenzieren des doppelsträngigen
DNA-Genoms von Virus
PBCV-1 (Paramecium bursaria Chlorella-Virus) wurde ein ORF (offenes Translationsraster),
A98R (Zugriffnummer #442580), das ein 567-Proteinrest mit 28 bis 33% Aminosäureidentität zu den
verschiedenen HAS's codiert,
entdeckt. Dieses Protein wird als cvHAS (Chlorellla-Virus HA-Synthase)
bezeichnet. Die Gensequenz, die PBCV-1, codiert, und ihre Proteinsequenz
sind in den SEQ ID NO: 7 und 8 gezeigt.
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PBCV-1
ist der Prototyp einer Familie (Phycodnarviridae) von großen (Durchmesser
175 bis 190 nm) polyedrischen, Plaque bildenden Viren, die in bestimmten
einzelligen, eukaryotischen Chlorella-ähnlichen Grünalgen replizieren. Die PBCV-1-Virionen
enthalten mindestens 50 verschiedene Proteine und eine Lipid-Komponente,
die sich im Inneren des äußeren Glykoproteinkapsids
befinden. Das PBCV-1-Genom ist ein lineares, nichtpermutiertes 330-kb
dsDNA-Molekül mit kovalent
geschlossenen Haarnadel-Enden.
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Auf
der Grundlage seiner abgeleiteten Aminosäuresequenz sollte das A98R-Genprodukt
ein zusammenhängendes
Membranprotein sein. Um diese Hypothese zu testen, wurde rekombinante
A98R in Escherichia coli erzeugt und die Membranfraktion auf HAS-Aktivität assayiert.
Die UDP-GlcA und UDP-GlcNAc
wurden in das Polysaccharid durch die Membranfraktion eingebaut,
die von Zellen deriviert wurde, die das A98R-Gen auf einem Plasmid,
pCVHAS (mittlere spezifische Aktivität 2,5 pM GlcA-Transfer/μg Protein/min) enthalten,
nicht jedoch Proben von Kontrollzellen (<0,001 pM GlcA Transfer/μg Protein/min).
Keine Aktivität wurde
in der löslichen
Fraktion von Zellen nachgewiesen, die mit pCVHAS transformiert sind.
UDP-GlcA und UDP-GlcNAc wurden gleichzeitig für die Polymerisation benötigt. Die
Aktivität
war optimal in Hepes-Puffer bei pH 7,2 in Gegenwart von 10 mM MnCl2, während
keine Aktivität
nachgewiesen wurde, wenn das Metallion weggelassen wurde. Mg2+ und Co2+ waren
etwa 20% so wirksam wie Mn2+ bei ähnlichen
Konzentrationen. Das pmHAS hatte einen ähnlichen Metallbedarf, wobei
andere HAS's Mg2+ bevorzugten.
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Das
rekombinante A98R-Enzym synthetisierte ein Polysaccharid mit einer
mittleren relativen Molekülmasse
von (3 ... 6) × 106 Da, das kleiner war als dasjenige der HA,
die durch rekombinante spHAS oder DG42 × 1 HAS in vitro synthetisiert
wurde (etwa 107 Da bzw. (etwa 5 ... 8) × 106 Da; 13, 15). Das Polysaccharid wurde durch
Streptomyces hyaluroniticus-HA-Lyase vollständig abgebaut, ein Enzym, das
HA depolymerisiert, nicht jedoch strukturell verwandte Glykosaminglykane,
wie beispielsweise Heparin und Chondroitin.
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Es
wurden PBCV-1 infizierte Chlorella-Zellen auf A98R-Gen-Expression
untersucht. Ein etwa 1.700-Nucleotid A98R-Transkript erschien bei
etwa 15 min Postinfektion und verschwand nach 60 min nach Infektion,
was zeigt, dass A98R in frühzeitiges
Gen ist. Dementsprechend wurden Membranfraktionen von nicht infizierten
und PBCV-1 infizierten Chlorella-Zellen 50 und 90 min nach der Infektion
auf HAS-Aktivität
assayiert. Aktivität
hatten infizierte Zellen, jedoch keine nicht infizierten Zellen.
Wie das bakteriell derivierte rekombinante A98R-Enzym der radiomarkierte Einbau von
UDP-[14C] GlcA in Polysaccharid sowohl von
Mn2+ als auch von UDP-GlcNAc ab. Dieses
radiomarkierte Produkt wurde ebenfalls durch HA-Lyase abgebaut.
Disruptierte PBCV-1-Virionen hatten keine HAS-Aktivität.
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Es
wurden PBCV-1-infizierte Chlorella-Zellen auf HA-Polysaccharid unter
Verwendung eines hochspezifischen 125I-markierten,
HA-bindenden Proteins analysiert. Extrakte von Zellen enthielten
nach 50 und 90 min Postinfektion wesentliche Mengen an HA, nicht
jedoch Extrakte von nicht infizierten Algen oder disruptierten PBCV-1-Virionen.
Das markierte HA-bindende Protein zeigte außerdem Wechselwirkung mit intakten
infizierten Zellen 50 und 90 min nach der Infektion, jedoch keine
gesunden Zellen. Daher wurde ein wesentlicher Teil des neu synthetisierten
HA-Polysaccharids an der äußeren Zelloberfläche der
infizierten Algen immobilisiert. Die extrazelluläre HA spielt keine eindeutige
Rolle in der Wechselwirkung zwischen dem Virus und dessen Algenwirt,
da weder Plaquegröße noch
Plaquezahl durch Einbeziehung entweder von testikulärer Hyaluronidase
(465 Einheiten/ml) oder freiem HA-Polysaccharid (100 μg/ml) in
das obere Agar des PBCV-1-Plaqueassays verändert wurde.
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Das
PBCV-1-Genom hat außerdem
zusätzliche
Gene, die auf eine UDP-Glc-Dehydrogenase (UDP-Glc
DH) und eine Glutamin:Fructose-6-Phosphat-Aminotransferase (GFAT) codieren. UDP-Glc
DH wandelt UDP-Glc in UDP-GlcA um – ein für die HA-Biosynthese notwendiger
Präkursor.
GFAT wandelt Fructose-6-Phosphat
in Glucosamin-6-Phosphat um, ein Intermediat in dem UDP-GlcNAc-Stoffwechselweg.
Beide dieser PBCV-1-Gene sind ähnlich
wie die A98R-HAS frühzeitig
exprimiert in der Infektion und codieren enzymatisch aktive Proteine.
Das Vorhandensein mehrfacher Enzyme in dem HA-Biosyntheseweg zeigt,
dass die HA-Erzeugung eine wichtige Funktion im Lebenszyklus der
Chlorella-Viren übernehmen
muss.
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HA-Synthasen
von Streptococcus, Vertebraten und PBCV-1 besitzen viele Motive
von 2 bis 4 Resten, die in der gleichen relativen Reihenfolge auftreten.
Diese konservativen Motive spiegeln wahrscheinlich Domänen wieder,
die für
die HA-Biosynthese, wie sie in 2 gezeigt
wird, entscheidend sind. Die Proteinsequenzen von Gruppe C seHAS,
Gruppe A spHAS, Maus-HAS1, HAS2, HAS3 und Frosch-HAS sind in 2 aufgeführt. Die
Anordnung von 2 wurde unter Anwendung des
DNA-mehrfachen Angleichungsprogrammes erreicht. Reste in seHAS sind
mit anderen bekannten Vertretern der HAS-Familie (einschließlich Human-HAS1 und
2, nicht gezeigt) identisch und durch Schraffur und Sternchen gekennzeichnet.
Die mit Punkten angegebenen Aminosäuren sind in allen Vertretern
der größeren β-Glykosyltransferase-Familie
konserviert. Das Rautensymbol zeigt den stark konservativen Cysteinrest,
der für
die Enzymaktivität
entscheidend sein kann. Die ungefähren Mittelpunkte der vorhergesagten
Membrandomänen
MD1 bis MD7 sind mit Pfeilen bezeichnet. X1 zeigt Xeopus laevis
und MM bedeutet Mus musculis.
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Bereiche
mit Ähnlichkeit
zwischen den HAS's
und anderen Enzymen, die β-verknüpfte Polysaccharide von
UDP-Zuckerpräkursoren
synthetisieren sind ebenfalls aufgedeckt, wenn mehrere Glykosyltransferasen sequenziert
werden. Beispiele schließen
bakterielle Cellulosesynthase ein, pilzliche und bakterielle Chitinsynthasen
und die verschiedenen HAS's.
Die Bedeutung dieser ähnlichen
Strukturmotive wird deutlicher, wenn sich die dreidimensionalen
Strukturen der Glykosyltransferasen akkumulieren.
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3 stellt
die evolutionären
Beziehungen unter den bekannten Hyaluronansynthasen dar. Der phylogenetische
Baum von 3 wurde mit Hilfe des Higgins-Sharp-Algorithmus
unter Anwendung des DNA-mehrfachen Angleichungsprogramms erzeugt.
Die berechneten übereinstimmenden
Prozentanteile sind an dem jeweiligen Zweig des Dendrogrammes angegeben.
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Die
DNA-Segmente der vorliegenden Erfindung umfassen biologisch funktionelle, äquivalente HAS-Proteine
und -Peptide. Diese Sequenzen können
sich als eine Konsequenz von Kodon-Redundanz und funktioneller Äquivalenz
ergeben, von der bekannt ist, dass sie natürlicherweise im Inneren von
Nucleinsäuresequenzen
und den dadurch codierten Proteinen auftreten. Andererseits lassen
sich funktionell äquivalente Proteine
oder Peptide auf dem Wege der Anwendung der Technologie der rekombinanten
DNA erzeugen, worin Änderungen
in der Proteinstruktur gentechnisch auf der Grundlage der Berücksichtigung
der Eigenschaften der Aminosäuren
bearbeitet werden können,
die ausgetauscht werden sollen. Es können durch Anwendung der Locus-gerichteten
Methoden der Mutagenese vom Menschen konzipierte Änderungen
eingeführt
werden, z.B. zur Einführung
von Verbesserungen der Enzymaktivität oder der Antigenität des HAS-Proteins
oder um HAS-Mutanten zu testen, um die Ha-Synthaseaktivität auf molekularer
Ebene zu untersuchen.
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Außerdem können sich
spezifische Änderungen
an der HAS-Codierungssequenz bei der Erzeugung von HA ergeben, die
eine modifizierte Größenverteilung
oder Strukturkonfiguration hat. Der Fachmann auf dem Gebiet könnte erkennen,
dass die HAS-Codierungssequenz gentechnisch in einer Weise bearbeitet
werden kann, um eine veränderte
Hyaluronatsynthase zu erzeugen, die wiederum in der Lage ist, Hyaluronsäure mit
unterschiedlichen Polymergrößen und/oder
funktionellen Fähigkeiten
zu erzeugen. Beispielsweise lässt sich die
HAS-Codierungssequenz in einer solchen Weise verändern, dass die Hyaluronatsynthase
eine veränderte
Spezifität
des Zuckersubstrates hat, so dass die Hyaluronatsynthase ein neues
Hyaluronsäure-ähnliches Polymer
erzeugt, das eine veränderte
Struktur umfasst, wie beispielsweise ein zuvor nicht eingebauter
Zucker oder Zucker-Derivat. Dieser neu eingebaute Zucker könnte zu
einer modifizierten Hyaluronsäure
mit unterschiedlichen funktionellen Eigenschaften führen, zu
einer Hyaluronsäure
mit kleinerer oder größerer Polymergröße/Molmasse
oder zu beidem. Wie der Fachmann auf dem Gebiet erkennen kann lassen
sich, wenn die HAS-Codierungssequenzen vorgegeben sind, Änderungen
und/oder Substitutionen an der HAS-Codierungssequenz in der Art
vornehmen, dass gewünschte
Modifikationen der Eigenschaft und/oder Größe erreicht werden können. In
Tabelle II sind die Spezifität
von Zuckernucleotid und der Magnesiumion-Bedarf von rekombinanter
seHAS zusammengestellt.
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Tabelle
II Zuckernucleotid-Spezifität und Maanesiumion-Bedarf
von rekombinanter seHAS
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Der
hierin verwendete Begriff "modifizierte
Struktur" bezeichnet
ein Hyaluronsäure-Polymer,
das einen Zucker oder ein Derivat enthält, die in dem natürlich auftretenden
HA-Polysaccharid nicht angetroffen werden. Der Begriff "modifizierte Größenverteilung" bezeichnet die Synthese
von Hyaluronsäuremolekülen einer
Größenverteilung,
die normalerweise in dem natürlichen
Enzym nicht angetroffen wird; die gentechnisch bearbeitete Größe könnte sehr
viel kleiner oder größer sein
als normal.
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Zahlreiche
Hyaluronsäureprodukte
unterschiedlicher Größe finden
Anwendung auf den Gebieten der Arzneimittelversorgung und der Erzeugung
eines Enzyms geänderter
Struktur, das mit einer Hyaluronsäure anderer Größe kombiniert
werden kann. Anwendungen in der Angiogenese und Wundheilung sind
potentiell umfangreich, wenn Hyaluronsäure-Polymere von etwa 20 Monosacchariden
in guten Mengen erzeugt werden können.
Eine andere spezielle Anwendung für kleine Hyaluronsäure-Oligosaccharide
ist die Stabilisierung rekombinanter Humanproteine, die für medizinische
Zwecke verwendet werden. Ein Hauptproblem bei diesen Proteinen ist
ihr Clearance aus dem Blut und eine kurze biologische Halbwertszeit.
Eine der erfindungsgemäßen Lösungen dieses
Problems besteht darin, ein kleines Molekülschild zu koppeln, womit verhindert
wird, dass das Protein zu schnell aus dem Kreislauf eliminiert wird.
Gut geeignet für
diese Rolle ist Hyaluronsäure mit
sehr geringer Molmasse und wäre
nicht-immunogen
und biokompatibel. Hyaluronsäure
mit größerer Molmasse,
die an einem Arzneimittel oder Protein gebunden ist, lässt sich
verwenden, um auf das Retikuloendothel-Zellsystem zu zielen, das über endozytische
Rezeptoren für
Hyaluronsäure
verfügt.
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Angesichts
der vorliegenden Offenbarung kann der Durchschnittsfachmann auf
dem Gebiet erkennen, dass es mehrere Wege gibt, auf denen sich die
Größenverteilung
des Hyaluronsäure-Polymers,
das durch die Hyaluronatsynthase aufgebaut wird, regulieren lässt, um
unterschiedliche Größen zu geben.
Erstens, lässt sich
die kinetische Kontrolle der Produktgröße durch Herabsetzen der Temperatur
verändern,
durch Herabsetzen der Zeit der Enzymeinwirkung und durch Herabsetzen
der Konzentration eines oder beider Zuckernucleotid-Substrate. Die Verringerung
aller oder beliebiger dieser Variablen wird geringere Mengen und
kleinere Größen an Hyaluronsäureprodukt
ergeben. Die Nachteile dieser Vorgehensweisen bestehen darin, dass
die Produktausbeute ebenfalls abnehmen wird und es schwierig sein
kann, von Tag zu Tag oder Charge zu Charge Reproduzierbarkeit zu
erreichen.
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Zweitens,
die Veränderung
der intrinsischen Fähigkeit
des Enzyms, ein großes
Hyaluronsäureprodukt zu
synthetisieren. Änderungen
an dem Protein lassen sich gentechnisch mit Hilfe der Technologie
der rekombinanten DNA bearbeiten, einschließlich Substitution, Deletion
und Hinzufügung
spezieller Aminosäuren
(oder sogar die Einführung
von prosthetischen Gruppen durch eine metabolische Bearbeitung).
Derartige Änderungen,
die zu einem intrinsisch langsameren Enzym führen, könnten dann eine besser reproduzierbare
Kontrolle der Größe der Hyaluronsäure mit
Hilfe kinetischer Maßnahmen
erlauben. Die endgültige
Größenverteilung
der Hyaluronsäure
wird durch bestimmte Merkmale des Enzyms ermittelt, die auf den
speziellen Aminosäuren
in der Sequenz beruhen. Unter den 20% der Reste, die zwischen den
Streptokokken-Enzymen und den eukaryotischen Hyaluronatsynthasen
absolut konservativ sind, befindet sich eine Reihe von Aminosäuren an
eindeutigen Stellungen, die die Größe des Hyaluronsäure-Polymers,
welches das Enzym aufbauen kann, kontrollieren oder stark beeinflussen.
Spezielle Änderungen
an irgendeinem dieser Reste können
eine modifizierte HAS erzeugen, die ein HA-Produkt liefert, das
eine modifizierte Größenverteilung
hat. Gentechnisch bearbeitete Veränderungen an seHAS, spHAS,
pmHAS oder cvHAS, die die intrinsische Größe der Hyaluronsäure verringern,
die das Enzym vor der Freisetzung der Hyaluronsäure aufbauen kann, werden leistungsstarke
Möglichkeiten
zur Erzeugung eines Hyaluronsäureproduktes
geringerer oder potentiell größerer Größe gewähren, als das
native Enzym.
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Schließlich lässt sich
erzeugte Hyaluronsäure
mit geringerer Molmasse mit speziellen Hyaluronidasen abbauen, um
Hyaluronsäure
geringerer Molmasse herzustellen. Diese Vorgehensweise ist jedoch
schwer mit einer Reproduzierbarkeit zu erzielen, man muss die Hyaluronsäure sehr
akribisch nachreinigen, um die Hyaluronidase sowie unerwünschte Abbauprodukte
zu entfernen.
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Wie
in 4 gezeigt wird, kann Hyaluronsynthase gentechnisch
zur Erzeugung von Hyaluronsäure-Polymeren
unterschiedlicher Größe und speziell
kleiner als der normale Wild-Typ des Enzyms bearbeitet werden. Die
Figur zeigt die Verteilung der HA-Größen (in Millionen Dalton, ein
Maß für die Molmasse)
für eine Reihe
von spHAS-Enzymen, von denen jedes gentechnisch durch ortsspezifische
Mutagenese bearbeitet wurde, so dass es eine einzige Aminosäure-Änderung
gegenüber
dem nativen Enzym hat. Jedes der verschiedenen Cystein-Reste wurde
durch Alanin ersetzt. Die Gruppe von 5 Kurven mit offenen Symbolen
repräsentiert die
folgenden spHAS-Proteine: Wild-Typ, C124A, C261A, C366A und C402A.
Die ausgefüllten
Kreise repräsentieren
das schlecht exprimierte C225A-Protein, das lediglich teilweise
aktiv ist.
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Die
gefüllten
Dreiecke sind das C280A spHAS-Protein, von dem festgestellt wurde,
dass es einen sehr viel größeren Bereich
von HA-Polymeren synthetisiert, als das normale Enzym oder die anderen
gezeigten Varianten. Diese reduzierte Praxis zeigt, dass es möglich ist,
das Hyaluronatsynthase-Enzym
gentechnisch so zu bearbeiten, dass es einen gewünschten Bereich von HA-Produktgrößen synthetisiert.
Die seHAS-, pmHAS- und cvHAS-Gene, die Hyaluronatsynthase codieren,
lassen sich auch durch ortsspezifische Mutagenese so gentechnisch
bearbeiten, dass sie ein Enzym erzeugen, welches einen gewünschten
Bereich von HA-Produktgrößen synthetisiert.
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Strukturell
modifizierte Hyaluronsäure
ist grundsätzlich
nichts anderes als die Veränderung
der Größenverteilung
des Hyaluronsäureproduktes
durch Änderung
spezieller Aminosäuren
in der gewünschten
HAS oder der spHAS. Derivate von UDP-GlcNAc, worin die N-Acetyl-Gruppe
im Bezug auf UDP-GlcN fehlt oder durch eine andere chemisch verwendbare
Gruppe ersetzt ist, werden erwartungsgemäß besonders nützlich sein.
Die starke Substratspezifität
muss auf einer speziellen Untergruppe von Aminosäuren unter den 20% beruhen,
die konservativ sind. Spezielle Änderungen
an einem oder mehreren dieser Reste erzeugen eine funktionelle Synthase,
die weniger spezifisch mit einem oder mehreren der Substrate in
Wechselwirkung tritt, als dieses für das native Enzym der Fall
ist. Dieses veränderte
Enzym könnte
dann veränderte
natürliche
oder spezielle Zuckernucleotide nutzen, um Zucker-Derivate einzubauen,
die so konzipiert sind, dass sie den Einsatz einer anderen Chemie
für die
folgenden Aufgaben ermöglicht:
(i) kovalentes Kuppeln spezieller Arzneimittel, Proteine oder Toxine
mit der strukturell modifizierten Hyaluronsäure für eine allgemeine oder gezielte Arzneimittelzuführung, radiologische
Prozeduren, usw.; (ii) kovalentes Vernetzen der Hyaluronsäure selbst oder
mit anderen Trägern,
um ein Gel zu erzielen oder andere dreidimensionale Biomaterialien
mit stärkeren physikalischen
Eigenschaften; und (iii) kovalentes Verbinden von Hyaluronsäure mit
einer Oberfläche,
um einen biokompatiblen Film oder eine Monoschicht zu erzeugen.
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Bakterien
können
auch gentechnisch so bearbeitet werden, dass sie Hyaluronsäure erzeugen.
Beispielsweise haben wir Stämme
von B. subtilis erzeugt, die das spHAS-Gen enthalten sowie das Gen
für einen der
Zuckernucleotid-Präkursoren.
Wir haben diese Bakterien gewählt,
da sie häufig
in der Biotechnik für
die Herstellung von Produkten zur Humananwendung verwendet werden.
Diese Bakterien waren als erste Generation von Prototypen für die Erzeugung
eines Bakteriums vorgesehen, das in der Lage ist, Hyaluronsäure in größeren Mengen
zu erzeugen, als sie gegenwärtig
unter Anwendung des natürlichen
Wildtyp-Stammes verfügbar
sind. Wir haben mehrfach Kopien dieser Gene eingegeben.
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Beispielsweise
wurden 3 Bacillus subtilis-Stämme
so konstruiert, dass sie ein oder beide der Streptococcus pyogenes-Gene
zur Hyaluronansynthase (spHAS) und UDP-Glucosedehydrogenase enthielten,
deren Ergebnisse in Tabelle II-B gezeigt sind. Auf der Grundlage
eines empfindlichen kommerziellen radiometrischen Assays zum Detektieren
und quantifizieren von HA wurde festgestellt, dass der Stamm mit
beiden Genen (Stamm #3) HA in dem Medium erzeugt und in dieses abscheidet.
Der Elternstamm oder der Stamm mit nur dem Dehydrogenase-Gen (Stamm
#1) erzeugt keine HA. Der Stamm #2, der nur das spHAS-Gen allein
enthält,
erzeugt HA, allerdings lediglich 10% von dem, was Stamm #3 erzeugt.
Die Agarose-Gelelektrophorese zeigte, dass die vom Stamm #3 in das
Medium abgeschiedene HA eine sehr hohe Molmasse hat.
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Bei
diesen Versuchen wurden Streptokokken-Promotoren verwendet, die
normalerweise bei diesen Genen angetroffen werden und die Proteinexpression
bewirken. Es wird erwartet, dass der Aufbau von Stämmen mit
spHAS- oder seHAS-Translationsraster unter Kontrolle eines B. subtilis-Promotors
sogar noch weit bessere Ergebnisse liefern würde. Der verwendete Vektor
ist ein Grampositiver E. coli-Shuttle-Vektor, der eine mittlere
Kopiezahl in B. subtilis hat, und ein Gen für Erythromycin-Beständigkeit
(ermöglicht
die Beständigkeit gegenüber 8 μm/ml in B.
subtilis oder 175 μg/ml
in E. coli). Der B. subtilis-Wirtsstamm, der verwendet wird, ist 1A1
von BGSC, der einen Tryptophanbedarf hat, ansonsten aber ein Wild-Typ
ist und Sporen bilden kann. Das Zellwachstum und die HA-Erzeugung erfolgten
in Spezies Minimal Media, plus Tryptophan, Glucose, Spurenelemente
und Erythromycin (8 μg/ml).
Das Wachstum erfolgte bei 32°C
unter heftiger Bewegung, bis das Medium verbraucht war (etwa 36
Stunden).
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Dieses
zeigt, dass diese biogenetisch bearbeiteten Zellen, die normalerweise
Hyaluronsäure
erzeugen würden,
dafür kompetent
wurden, dieses bei Transformation mit dem spHAS-Gen zu tun. Das
seHAS ließe sich
auch in non-Hyaluronsäure-erzeugende
Bakterien einführen,
um einen biogenetisch bearbeiteten Bakterienstamm zu erzeugen, der
zur Erzeugung von Hyaluronsäure
in der Lage ist.
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Die
vorliegende Erfindung offenbart außerdem eine gereinigte Zusammensetzung,
die ein Polypeptid aufweist, das über eine Aminosäuresequenz
entsprechend SEQ ID NO:2 verfügt.
Der hierin verwendete Begriff "gereinigt" soll angeben, dass
eine HAS-Proteinzusammensetzung, worin das HAS-Protein oder entsprechend modifiziertes
HAS-Protein (z.B. das einen [HIS]G-Schwanz
enthält)
bis zu einem beliebigen Grad im Bezug auf seinen natürlich erhältlichen
Zustand gereinigt ist, d.h. in diesem Fall im Bezug auf seine Reinheit
innerhalb eines prokaryotischen Zellextraktes. HAS-Protein lässt sich
isolieren aus Streptococcus, Pasturella, Chlorella-Virus, Patientenproben,
rekombinanten Zellen, infizierten Geweben, in isolierter Subpopulation
von Geweben, die hohe Mengen an Hyaluronat in der extrazellulären Matrix
enthalten, und dergleichen, was für den Durchschnittsfachmann
auf dem Gebiet angesichts der vorliegenden Offenbarung gut bekannt
sein wird. Beispielsweise erzeugt rekombinantes seHAS- oder spHAS-Protein
bis zu näherungsweise
10% des gesamten Membranproteins von E. coli. Eine gereinigte HAS-Proteinzusammensetzung
bezeichnet daher auch ein Polypeptid, das über eine Aminosäuresequenz
der SEQ ID NO:2 frei von der Umgebung aufweist, in der es auf natürlichem
Wege auftritt (5).
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Wendet
man sich der Expression des seHAS-Gens ob von einer genomischen
DNA oder einer cDNA zu, so kann man mit der Herstellung eines Expressionssystems
für die
rekombinante Herstellung des HAS-Proteins weiter machen. Die gentechnische
Bearbeitung von DNA-Segment(en) für die Expression in einem prokaryotischen
oder eukaryotischen System kann mit Hilfe von Methoden der rekombinanten
Expression ausgeführt
werden, die der Fachwelt allgemein bekannt sind.
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HAS
lässt sich
erfolgreich in eukaryotischen Expressionssystemen exprimieren, wobei
die Erfinder jedoch der Ansicht sind, dass bakterielle Expressionssysteme
zur Herstellung von HAS für
alle Aufgaben verwendet werden können.
Es wird angenommen, dass bakterielle Expression gegenüber eukaryotischer
Expression im Bezug auf leichte Anwendbarkeit, Herstellungskosten
und damit erhältliche
Materialmenge Vorteile hat.
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Die
Reinigung von Streptokokken-Hyaluronansynthase (seHAS und spHAS)
ist in Tabelle III und 6 dargestellt. Es wurden Fraktionen
von verschiedenen Stufen des Reinigungsschemas mit Hilfe von SDS-PAGE
auf einem 12,5%igen Gel analysiert, das sodann mit Coomassie Brilliant
Blue R-250 angefärbt
wurde. Spuren: Molmassenmarker; 1, ganze E. coli-Membranen, die
das rekombinante seHAS-H6 enthielten; 2, unlösliche Fraktion nach Detergenssolubilisierung
von Membranen; 3, solubilisierte Detergensfraktion; 4, Durchlauf aus
dem Ni-NTA-Chromatographieharz; 5–9, fünf aufeinander folgende Wäschen der
Säule (jeweils
zwei Säulenvolumina);
10, die eluierte reine HA-Synthase,
die ein einziges Band hat.
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Es
wird vermutet, dass Transformation von Wirtszellen mit DNA-Segmenten,
die HAS codieren, ein bequemes Hilfsmittel liefern, um ein HAS-Protein
zu erhalten. Es wird außerdem
vermutet, dass cDNA, genomische Sequenzen und Kombinationen davon
für eukaryotische
Expression geeignet sind, wenn natürlich die Wirtszelle die genomischen
Transkripte bearbeitet, um funktionelle mRNA für die Translation in das Protein
zu liefern.
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Darüber hinaus
offenbart die vorliegende Erfindung auch ein Verfahren zum Herstellen
einer Proteinzusammensetzung, umfassend das Aufziehen einer rekombinanten
Wirtszelle, die einen Vektor aufweist, der ein Protein codiert,
in das eine Aminosäuresequenz
entsprechend der SEQ ID NO:2 einbezogen ist oder funktionell ähnlich mit
konservativen oder halbkonservativen Änderungen. Die Wirtszelle wird
unter Bedingungen aufgezogen, die eine Nucleinsäure-Expression und Proteinerzeugung nach
der Gewinnung des so erzeugten Proteins erlauben. Die Bedingungen
der Erzeugung von HAS und schließlich von HA und einschließlich der Wirtszelle,
die eine Nucleinsäureexpression,
Proteinerzeugung und Gewinnung erlauben, werden dem Durchschnittsfachmann
auf dem Gebiet angesichts der erfindungsgemäßen Offenbarung des seHAS-Gens
und des seHAS-Gen-Proteinproduktes HAS und durch die hierin beschriebenen
Verfahren bekannt sein.
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Bevorzugte
Wirte für
die Expression von Hyaluronsäure
sind Prokaryoten, wie beispielsweise S. equisimilis, und andere
geeignete Vertreter der Streptococcus-Spezies. Allerdings ist auch
bekannt, dass HA mit Hilfe von heterologen Wirtszellen synthetisiert
werden kann, die rekombinante HA-Synthase exprimieren, wie beispielsweise
Spezies der Vertreter des Bacillus, Enterococcus oder sogar des
Escherichia-Genus. Der am meisten bevorzugte Wirt für die Expression
der HA-Synthase der vorliegenden Erfindung ist ein Bakterium, das mit
dem HAS-Gen der vorliegenden Erfindung transformiert wurde, wie
beispielsweise Lactococcus-Spezies, Bacillus subtilis oder E. coli.
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In ähnlicher
Weise wird angenommen, dass fast jeder eukaryotische Expressionssystem
für die
Expression von HAS genutzt werden kann, z.B. auf Basis von Baculovirus,
Glutaminsynthase, Dihydrofolatreduktase, SV-40, Adenovirus, Cytomegalovirus,
Hefe und dergleichen, die zum Einsatz gelangen könnten. Für die Expression auf diese
Weise würde
man die Codierungssequenzen neben und unter der Kontrolle des Promotors
in Position bringen. Auf dem Gebiet gilt als selbstverständlich,
dass, wenn man eine Codierungssequenz unter die Kontrolle eines
solchen Promotors bringt, man das 5'-Ende der Transkriptions-Anfangsstelle
des Leserasters der Transkription des Proteins zwischen etwa 1 und
etwa 50 Nucleotide "abwärts" von (d.h. 3' von) dem gewählten Promotor
in Position bringen muss. Auch werden Systeme des Saccharomyces
cerevisiae-Hefeexpressionsvektors, wie beispielsweise pYES2, unter
der Kontrolle des in 7 gezeigten GAL-Promotors HAS
erzeugen. 7 zeigt, dass das spHAS-Enzym
in rekombinanter Hefe unter Verwendung des pYES2-Plasmids erzeugt
wurde. Wenn das Enzym UDP-GlcA und UDP-GlcNAc zugeführt bekommt,
erzeugt es hochmolekulare HA.
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Wo
eukaryotische Expression in Betracht gezogen wird, wird man typischerweise
auch anstreben, in die Transkriptionseinheit, in die ein HAS-Gen
oder DNA einbezogen ist, eine entsprechende Polyadenylierungsstelle
(z.B. 5'-AATAAA-3') einzubauen, sofern
nicht eine in dem ursprünglich
geklonten Segment enthalten war. Typischerweise ist die Stelle der
Poly-A-Addition etwa 30 bis 2.000 Nucleotide "abwärts" der Terminationsstelle
des Proteins an einer Position vor der Transkriptionstermination
angeordnet.
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Es
gilt als selbstverständlich,
dass nahezu jede der üblicherweise
zum Einsatz gelangenden Wirtszellen in Verbindung mit der Expression
von HAS in Übereinstimmung
hiermit verwendet werden kann. Beispiele für bevorzugte Zelllinien zum
Exprimieren von HAS-cDNA der vorliegenden Erfindung schließen Zelllinien
ein, die typischerweise für
die eukaryotische Expression eingesetzt werden, wie beispielsweise
239-, AtT-20-, HepG2-, VERO-, HeLa-, CHO-, WI 38-BHK-, COS-7-, RIN- und MDCK-Zelllinien.
Darin einbezogen sind in der Regel Schritte der Bereitstellung eines
rekombinanten Wirtes, der das rekombinante DNA-Segment trägt, welches
das HAS-Enzym codiert und in der Lage ist, das Enzym zu exprimieren;
ferner das Aufziehen des rekombinanten Wirts in Medien unter Bedingungen,
die eine Transkription des geklonten HAS-Gens oder der cDNA ermöglichen
und für
die Erzeugung der Hyaluronsäure
in der Lage sind; und Abtrennen und Reinigen des HAS-Enzyms oder
der abgesonderten Hyaluronsäure
aus dem rekombinanten Wirt.
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In
der Regel hängen
Bedingungen, die für
die Expression des geklonten HAS-Gens oder der cDNA geeignet sind,
von dem Promotor ab, von dem Vektor und dem Hostsystem, die zum
Einsatz gelangen. Wo man beispielsweise den 1ac-Promotor einsetzt,
wird man anstreben, durch den Einschluss eines Materials eine Transkription
einzuleiten, die die 1ac-Transkription stimuliert, wie beispielsweise
Isopropylthiogalactosid. Beispielsweise wird das geklonte seHAS-Gen der vorliegenden
Erfindung als ein HIS exprimiert, das Protein in E. coli entsprechend
der Darstellung in 5 enthält. Wo andere Promotoren zum
Einsatz gelangen, können
andere Materialien erforderlich sein, um eine Transkription einzuleiten
oder ansonsten aufwärts
zu regulieren.
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5 zeigt
die Überexpression
von rekombinanter seHAS und spHAS in E. coli. Es wurden Membranproteine
(5 mg pro Spur) mit Hilfe der SDS-PAGE unter Verwendung eines 10%
(Gewicht/Volumen) Gels unter reduzierenden Bedingungen fraktioniert.
Das Gel wurde mit Coomassie Blue R-250 angefärbt, photographiert, gescannt
und unter Anwendung eines dynamischen Molekular-Densitometers (Model PDSI P60) quantifiziert.
Die Position von HA-Synthase ist mit Hilfe des Pfeiles markiert.
Die Spur A ist native spHAS (Gruppe A); Spur C ist native seHAS;
Spur E ist rekombinante seHAS; Spur P ist rekombinante spHAS; Spur
V ist Vektor allein. Die zur Anwendung gelangenden Standards waren "Biorad" mit niedriger Mr
und sind in kDa angegeben.
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Um
zusätzlich
eine Expression der Synthase zu erhalten, wird man bevorzugt anstreben,
eine Umgebung bereitzustellen, die für die HA-Synthese förderlich
ist, indem man entsprechende Gene einbezieht, die Enzyme codieren,
die für
die Biosynthese der Zuckernuleotid-Präkursoren erforderlich sind,
oder indem Aufzuchtmedien verwendet werden, die Substrate für die Präkursor-zuführenden
Enzyme enthalten, wie beispielsweise N-Acetylglucosamin oder Glucosamin
(GlcNAc oder GlcNH2) und Glucose (Glc).
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Ferner
kann es wünschenswert
sein, das Gen in einem Wirt einzubauen, der eine fehlerhafte Enzymhyaluronidase
hat, so dass das Produkt, welches über das Enzym synthetisiert
wird, nicht in dem Medium abgebaut wird. Darüber hinaus ließe sich
ein Wirt so auswählen,
dass die Erzeugung von HA optimiert wird. Beispielsweise wäre ein geeigneter
Wirt ein solcher, der große
Mengen der Zuckernucleotid-Präkursoren
erzeugt, um das HAS-Enzym zu tragen und zu ermöglichen, dass es große Mengen
an HA erzeugt. Ein solcher Wirt lässt sich selbstverständlich finden
oder kann mit Hilfe einer Vielzahl von Methoden hergestellt werden,
einschließlich
mit Hilfe der Technologie der Mutagenese oder der rekombinanten
DNA. Die Gene für
die Zuckernucleotid synthetisierenden Enzyme und speziell die UDP-Glc-Dehydrogenase,
die zur Erzeugung von UDP-GlcA
erforderlich ist, könnten
auch isoliert und in einen Vektor zusammen mit dem HAS-Gen oder
der cDNA eingebaut werden. Die vorliegende Erfindung offenbart außerdem einen
Wirt, der dieses benachbarte rekombinante Gen oder die cDNA's und die Amplifikation
dieser Genprodukte enthält,
wodurch eine vermehrte Erzeugung von HA möglich wird.
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Die
zum Aufziehen der Wirtszelle eingesetzten Mittel werden für nicht
besonders kritisch angesehen. Nützliche
Details wird man unter Bezugnahme auf die Offenbarung der US-P-4
517 295, 4 801 539, 4 784 990 oder 4 780 414 finden können, die
hiermit insgesamt als Fundstellen einbezogen sind. Wo ein prokaryotischer Wirt
zum Einsatz gelangt, wie beispielsweise S. equisimilis, kann es
wünschenswert
sein, eine Fermentation der Bakterien unter anaeroben Bedingungen
in CO2-angereicherten Aufzuchtmedien einzusetzen.
Dieses ermöglicht
eine umfangreichere Erzeugung von HA als unter aeroben Bedingungen.
Eine andere Tatsache ist die, dass Streptokokken-Zellen, die anaerob
aufgezogen werden, keine pyrogenen Exotoxine erzeugen. Geeignete
Aufzuchtbedingungen lassen sich für andere prokaryotische Wirte
aufgabenspezifisch herstellen, wie der Fachmann auf dem Gebiet angesichts
der vorliegenden Offenbarung erkennen kann.
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Sobald
der geeignete Wirt konstruiert ist und unter für die Erzeugung von HA geeigneten
Bedingungen aufgezogen wurde, wird man die so erzeugte HA abtrennen
wollen. Im typischen Fall wird die HA abgesondert oder auf andere
Weise durch den rekombinanten Organismus in das umgebende Medium
abgestoßen
und ermöglicht
die leichte Isolation von HA aus dem Medium mit Hilfe bekannter
Methoden. Beispielsweise kann die HA von den Zellen und Zelltrümmern durch
Filtrieren und in Kombination mit der Abtrennung von dem Medium durch
Ausfällen
mit Hilfe von Alkoholen abgetrennt werden, wie beispielsweise Ethanol.
Andere Mittel zum Ausfällen
schließen
organische Lösemittel
ein, wie beispielsweise Aceton, oder quaternäre organische Ammoniumsalze,
wie beispielsweise Salze, wie beispielsweise Getylpyridiniumchlorid
(CPC).
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Eine
bevorzugte Methode für
die Isolation von HA wurde in der US-P-4 517 295 beschrieben, die
hiermit als Fundstelle einbezogen ist und worin die organische Carbonsäure, Trichloressigsäure, der
Bakteriensuspension am Ende der Fermentation zugegeben wird. Die
Trichloressigsäure
bewirkt, dass sich die Bakterienzellen zusammenballen und sterben,
womit die leichte Abtrennung dieser Zellen und der damit zusammenhängenden
Trümmer
von der HA als das gewünschte
Produkt verbessert wird. Der geklärte Überstand wird eingeengt und
dialysiert, um niedermolekulare Verunreinigungen einschließlich der
organischen Säure
zu entfernen. Die vorgenannten Prozedur nutzt die Filtration durch
Filterkasetten, die Filter mit einer Porengröße von 0,22 μm enthalten.
Die Diafiltration wird so lange fortgesetzt, bis die Leitfähigkeit
der Lösung
auf ungefähr
0,5 Mega-Ohm abnimmt.
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Die
eingeengte HA wird durch Zusetzen eines Überschusses an chemisch reinem
Ethanol oder anderem organischen Lösemittel ausgefällt und
die ausgefällte
HA anschließend
durch Waschen mit Ethanol und Vakuumtrocknung getrocknet und zur
Entfernung des Alkohols lyophilisiert. Die HA kann sodann erneut
in einem Borat-Puffer, pH 8, aufgelöst und mit CPC oder bestimmten
anderen organischen Ammoniumsalzen, wie beispielsweise CETAB, einer
gemischten Triethylammoniumbromid-Lösung, bei 4°C ausgefällt werden. Die ausgefällte HA
wird durch Grobfiltration, erneute Suspension in 1 M NaCl, Diafiltration
und durch Einengen entsprechend der weiteren Beschreibung in der
vorgenannten Patentschrift gewonnen. Die resultierende HA wird filtersterilisiert
und ist fertig, um zu einem entsprechenden Salz, Trockenpulver oder
einer sterilen Lösung
in Abhängigkeit
von der gewünschten
Endanwendung umgewandelt zu werden.
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A. Typische genetische
Bearbeitungsmethoden, die eingesetzt werden können
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Sofern
Zellen ohne übermäßige Zellmembranbarrieren
als Wirtszellen verwendet werden, wird die Transfektion mit Hilfe
der Methode der Calciumphosphat-Ausfällung ausgeführt, die
der Fachwelt bekannt ist. Es können
jedoch auch andere Methoden zur Anwendung gelangen, um DNA in die
Zellen einzuführen,
wie beispielsweise Zellkerninjektion, kationische Lipide, Elektroporation,
Protoplastfusion oder mit Hilfe des "Biolistic(tm) Bioparticle"-Zuführungssystems,
das von DuPont (1989) entwickelt wurde. Der Vorteil der Anwendung des
DuPont-Systems ist
ein hoher Transformationswirkungsgrad. Sofern prokaryotische Zellen
oder Zellen zur Anwendung gelangen, die substantielle Zellwandkonstruktionen
enthalten, ist die bevorzugte Transfektionsmethode eine Calcium-Behandlung
unter Verwendung von Calciumchlorid, um "Kompetenz" oder Elektroporation einzuleiten.
-
Bei
der Konstruktion geeigneter Vektoren, die die gewünschten
Codierungs- und Kontrollsequenzen enthalten, kommen Standardmethoden
der Ligation zum Einsatz. Es werden isolierte Plasmide oder DNA-Fragmente
aufgespalten, gezielt verändert
und erneut in einer Form ligiert, die zur Konstruktion der erforderlichen
Plasmide gewünscht
wird. Die Aufspaltung wird durch Behandeln mit Restriktionsenzym
(oder -enzymen) in einem geeigneten Puffer ausgeführt. In
der Regel werden etwa 1 μg
Plasmid oder DNA-Fragmente mit etwa 1 Enzymeinheit in etwa 20 μl Pufferlösung verwendet.
Geeignete Puffer- und
Substratmengen für
die speziellen Restriktionsenzyme werden von Seiten des Herstellers
vorgegeben. Man kann mit Inkubationszeiten von etwa 1 Stunde bei
37°C arbeiten.
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Nach
den Inkubationen wird Protein durch Extraktion mit Phenol und Chloroform
entfernt und die Nucleinsäure
aus der wässrigen
Fraktion durch Ausfällung
mit Ethanol gewonnen. Sofern stumpfe Enden benötigt werden, wird die Herstellung
für 15
min bei 15°C
mit 10 Einheiten Polymerase I (Klenow), Phenol-Chloroform-Extraktion
und Ethanolausfällung
hergestellt. Für
die Ligation von näherungsweise äquimolaren
Mengen der gewünschten
Komponenten werden diese in geeigneter Weise mit gezielt verändertem
Ende, um eine richtige Anpassung zu vermitteln, mit etwa 10 Einheiten
T4-DNA-Ligase pro 0,5 μg
DNA behandelt. Sofern als Komponenten aufgespaltene Vektoren verwendet
werden, kann es nützlich
sein, eine erneute Ligation des aufgespaltenen Vektors durch Vorbehandlung
mit bakterieller alkalischer Phosphatase zu verhindern.
-
Bei
der Analyse zur Bestätigung
funktioneller Sequenzen in konstruierten Plasmiden war der erste Schritt
die Amplifikation der Plasmid-DNA durch Klonen in spezielle kompetente
E. coli-SURE-Zellen (Stratagene), indem die Transformation bei 30° bis 32°C ausgeführt wurde.
Zweitens, wurde rekombinantes Plasmid verwendet, um E. coli K5-Stamm
Bi8337-4l, der den UDP-GlcA-Präkursor
erzeugen kann sowie nach Erfordernis durch antibiotische Resistenz
ausgewählte
erfolgreiche Transformanten. Sodann werden Plasmide aus der Genbank
von Transformanten auf bakterielle Kolonien gescreent, die eine
HA-Produktion zeigen. Diese Kolonien werden herausgenommen, amplifiziert
und die Plasmide durch Restriktionskartierung gereinigt und analysiert.
Sodann werden die Plasmide, die Anzeichen eines funktionellen HAS-Gens
zeigen, weiter mit Hilfe einer Reihe von Methoden der Sequenzanalyse
charakterisiert, die der Fachwelt bekannt sind.
-
B. Quelle und Wirtszellenkulturen
und Vektoren
-
In
der Regel werden für
das erste Klonen von DNA-Sequenzen und die Konstruktion der in der
Erfindung verwendbaren Vektoren Prokaryoten verwendet. Es wird angenommen,
dass eine geeignete Quelle Gram-positive Zellen sein können und
speziell solche, die von Streptokokken-Stämmen der Gruppe C abgeleitet
sind. Bakterien mit einer einzigen Membran und jedoch mit einer
dicken Zellwand, wie beispielsweise Staphylococci und Streptococci,
sind Gram-positiv.
Gram-negative Bakterien, wie beispielsweise E. coli, enthalten zwei
diskrete Membranen anstatt nur eine, die die Zelle umgibt. Gram-negative
Organismen haben in der Regel dünnere
Zellwände.
Die Einzelmembran der Gram-positiven Organismen ist analog zu der
inneren Plasmamembran von Gram-negativen Bakterien. Die bevorzugten
Wirtszellen sind Streptococcus-Stämme, die mutiert
sind, um Hyaluronidase-negativ zu werden oder ansonsten gehemmt
zu werden (
EP144019 ,
EP266578 ,
EP244757 ).
-
Streptococcus-Stämme, die
besonders nützlich
gewesen sind, schließen
S. equisimilis und S. zooepidemicus ein.
-
Ebenfalls
können
für die
Expression Prokaryoten verwendet werden. Bei der Expression von
HA-Synthase in einer Form, die höchstwahrscheinlich
hochmolekulare HA-Synthase aufnimmt, wird man Streptococcus-Spezies
einsetzen wollen, wie beispielsweise S. equisimilis oder S. zooepidemicus.
Die vorgenannten Stämme
sowie E. coli W3110 (F-, Lambda-, prototrophisch, ATCC Nr. 273325),
Bazillen, wie beispielsweise Bacillus subtilis, oder andere Enterobakterien,
wie beispielsweise Serratia marcescens, ließen sich zur Erzeugung eines "Super"-HAS enthaltenden
Wirtes nutzen.
-
In
der Regel werden in Verbindung mit diesen Wirten Plasmidvektoren
verwendet, die Quellen für
Replikations- und Kontrollsequenzen enthalten, die von Spezies abgeleitet
sind, die mit der Wirtszelle kompatibel sind. Der Vektor führt ursprünglich eine
Quelle für
die Replikation sowie auch Markierungssequenzen, die in der Lage
sind, eine phänotypische
Auswahl transformierter Zellen zu gewähren. Beispielsweise wird E.
coli typischerweise unter Verwendung von pBR322 transformiert, ein
von einer E. coli-Spezies abgeleitetes Plasmid. pBR322 enthält Gene
für Ampicillin-
und Tetracyclinresistenz und bietet daher eine leichte Möglichkeit
zur Identifikation transformierter Zellen. Ein pBR-Plasmid oder ein
pUC-Plasmid oder anderes mikrobielles Plasmid oder Phage müssen außerdem Promotoren
enthalten oder so modifiziert sein, dass sie diese enthalten, die durch
den mikrobiellen Organismus zur Expression ihrer eigenen Proteine
verwendet werden können.
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Solche
Promotoren, die in der Konstruktion rekombinanter DAN am häufigsten
verwendet werden, schließen
ein: lacZ-Promotor, tac-Promotor, den T7 Bacteriophagen-Promotor
und Tryptophan (trp)-Promotorsystem. Während diese die am häufigsten
verwendeten sind, sind andere mikrobielle Promotoren entdeckt und genutzt
worden und Einzelheiten in Verbindung mit ihren Nucleotidsequenzen
veröffentlicht
worden, die dem Fachmann die Möglichkeit
bieten, diese funktionell mit Plasmidvektoren zu ligieren. In der
Anwendung der vorliegenden Erfindung kann man ebenfalls Integrationsvektoren
nutzen.
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Zusätzlich zu
Prokaryoten können
auch eukaryotische Mikroben, wie beispielsweise Hefekulturen, angewendet
werden. Unter den eukaryotischen Mikroorganismen sind Saccharomyces
cerevisiae oder gemeine Bäckerhefen
die am häufigsten
verwendeten, obgleich eine Reihe anderer Stämme im Allgemeinen verfügbar sind.
Bei Expression in Saccharomyces wird beispielsweise häufig das
Plasmid YRp7 verwendet. Dieses Plasmid enthält bereits das trp1-Gen, das
einen Selektionsmarker für
einen Mutantenstamm der Hefe bereitstellt, der die Fähigkeit
zum Wachsen oder Tryptophan fehlt, beispielsweise ATCC Nr. 44076
oder PEP4-1. Das Vorhandensein der trp1-Läsion als ein Charakteristikum
des Hefewirtszellen-Genoms bietet dann eine wirksame Umgebung zum
Nachweis der Transformation durch Wachstum in Abwesenheit von Tryptophan.
Geeignete förderliche
Sequenzen in Hefevektoren schließen die Promotoren für die Galactose-Anwendungsgene
ein, die 3-Phosphoglycerat-Kinase oder andere glykolytische Enzyme,
wie beispielsweise Enolase, Glyceraldehyd-3-phosphatdehydrogenase,
Hexokinase, Pyruvat-decarboxylase, Phosphofructokinase, Glucose-6-phosphatisomerase,
3-Phosphoglycerat-mutase, Pyruvatkinase, Triosephosphat-isomerase,
Phosphoglucose-isomerase und Glucokinase.
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Bei
der Konstruktion geeigneter Expressionsplasmide werden die mit diesen
Genen assoziierten Terminationssequenzen ebenfalls in den Expressionsvektor
3' der Sequenz ligiert,
die exprimiert werden soll, um der mRNA Polyadenylierung zu vermitteln
und Termination. Andere Promotoren, die den zusätzlichen Vorteil einer Transkription
haben, die durch Wachstumsbedingungen gesteuert wird, sind die Promotorregion
für Alkoholdehydrogenase-2,
Cytochrom-C, saure Phosphatase, degradative Enzyme in Verbindung
mit Stickstoff-Metabolismus und die vorgenannten Glyceraldehyd-3-phosphat-dehydrogenase
sowie Enzyme, die für die
Maltose- und Galactose-Nutzung zuständig sind. Jeder Plasmidvektor,
der einen hefekompatiblen Promotor enthält und als Quelle für Replikations-
und Terminationssequenzen sind geeignet.
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Zusätzlich zu
den Mikroorganismen lassen sich als Wirte auch Kulturen von Zellen
verwenden, die von multizellularen Organismen abgeleitet sind. Im
Prinzip funktioniert jede dieser Zellkulturen unabhängig davon, ob
sie von einer Vertebratenkultur oder einer Invertebratenkultur kommt.
Am größten war
jedoch das Interesse für
Vertebraten-Zellen, wobei die Propagierung von Vertebraten-Zellen in Kultur
zu einer Routineprozedur in den letzten Jahren geworden ist. Beispiele
für derartige
verwendbare Wirtszelllinien sind VERO und HeLa-Zellen, Ovarialzellen
des Chinesischen Hamsters (CHO) und Zelllinien von WI38, BHK, COS
und MDCK.
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Bei
der Verwendung in Säuger-Zellen
werden die Kontrollfunktionen auf den Expressionsvektoren oftmals
durch virales Material bereitgestellt. Beispielsweise werden häufig verwendete
Promotoren von Polyom, Adenovirus 2, Rinder-Papillomvirus und am häufigsten
Simianvirus 40 (SV40) abgeleitet. Die ersteren und letzteren Promotoren
von SV40-Virus sind besonders nützlich,
da sich beide leicht aus dem Virus als ein Fragment erhalten lassen,
das auch den SV40 viralen Ausgangspunkt der Replikation enthält. Größere oder
kleinere SV40-Fragmente
können
ebenfalls verwendet werden unter der Voraussetzung, dass die näherungsweise
250 bp-Sequenz einbezogen ist, die sich von der Hind III-Stelle bis zu der
Bg1 I-Stelle erstreckt, die sich in dem viralen Ursprung der Replikation
befindet.
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Außerdem ist
es möglich
und oftmals wünschenswert,
Promotor- oder Kontrollsequenzen zu nutzen, die normalerweise in
Verbindung mit der gewünschten
Gensequenz stehen, sofern solche Kontrollsequenzen mit den Wirtszellsystemen
kompatibel sind. Ein Ursprung für
die Replikation kann entweder durch Konstruktion des Vektors unter
Einbeziehung eines exogenen Ursprunges bereitgestellt werden, wie
er sich beispielsweise vom SV40 oder von anderen viralen Ursprüngen (z.B.
Polyom, Adeno, BPV) ableiten lässt,
oder kann über
einen chromosomalen Replikationsmechanismus der Wirtszelle bereitgestellt
werden. Wenn der Vektor in das Wirtszell-Chromosom integriert ist,
ist der letztere Mechanismus oftmals ausreichend.
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C. Isolation eines bona
fide HA-Synthasegens aus einem stark verkapselten Stamm von Gruppe
C Streptococcus equisimilis
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Das
codierte Protein das als seHAS bezeichnet wird, hat 417 Aminosäuren (berechnete
relative Molekülmasse
47.778 und pl 9,1) und ist der kleinste Vertreter der HAS-Familie,
der bisher identifiziert wurde (2). Außerdem migriert
seHAS unnormal schnell in SDS-PAGE (Mr etwa
42 kDa) (5 und 8).
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8 ist
eine graphische Darstellung einer Western Blot-Analyse von rekombinanter
seHAS unter Verwendung spezifischer Antikörper. Gruppe C (C; Spur 1)
oder Gruppe A (A; Spur 4)-Streptokokkenmembranen und E. coli-Membranen
(9 mg/Spur), die rekombinante seHAS enthalten (E; Spuren 2, 7 und
9) oder spHAS (P; Spuren 3, 6, 8 und 10), wurden durch reduzierende
SDS-PAGE fraktioniert und zu Nitrocellulose elektrotransferiert.
Streifen von Nitrocellulose wurden mit Sonden geprüft und entsprechend
der Beschreibung in der Anmeldung unter Verwendung von gereinigten
IgG-Fraktionen entwickelt, die bis zu den folgenden Bereichen der
spHAS hochstiegen: zentrales Domänenpeptid
E147-T161 (Spuren
1 bis 4); C-Terminuspeptid (Spuren 5 bis 6); das komplette Protein
(Spuren 7 und 8); rekombinante Zentraldomäne (Spuren 9 und 10). Nicht immunes
IgG oder Membranen von Zellen, die mit Vektor allein transformiert
wurden, lieferten keine Anfärbung wie
in Spur 5.
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Die
seHAS- und spHAS-Protein (bereits identifiziert in der US-Patentschrift
08/899 940) codierenden Sequenzen sind zu 72% identisch. Die deduzierte
Proteinsequenz von seHAS wurde anhand der Reaktivität mit einem
synthetischen Peptid-Antikörper
(8) bestätigt.
Rekombinante seHAS, die in E. coli exprimiert war, wurde in Membranen
als ein Hauptprotein gewonnen (5) und synthetisierte
HA mit sehr großem
Molekulargewicht in Gegenwart von UDP-GlcNAc und UDP-GlcA in vitro (9).
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9 zeigt
eine kinetische Analyse der HA-Größenverteilungen, die durch
seHAS und spHAS erzeugt werden. E. coli-Membranen, die gleiche Mengen
an seHAS- oder spHAS-Protein enthalten, wurden bei 37°C mit 1,35
mM UDP-[
14C]GlcA (1,3 × 10
3 dpm/nM)
und 3,0 mM UDP-GlcNAc entsprechend der Beschreibung in der Anmeldung
inkubiert. Diese Substratkonzentrationen sind um das 15-fache größer als
die entsprechenden Km-Werte. Die nach 0,5, 1,0 und 60 min genommenen
Proben wurden mit SDS behandelt und über Sephacryl S400 HR chromatographiert.
Die HA-Profile in dem Fraktionierungsbereich der Säule (Fraktionen
12 bis 24) wurden auf den Prozentanteil an Gesamt-HA in jeder Fraktion
normiert. Die Werte oberhalb der Pfeile im oberen Bereich sind die
MW-Werte (in Millionen) von HA, die direkt in einem separaten Versuch
unter Anwendung eines Mehrwinkel-Laserlichtstreuungsinstrument nach
Dawn (Wyatt Technology Corp.) bestimmt wurden. Die Größenverteilungen
von HA, die synthetisiert wurde von seHAS (⦁,
)und
spHAS (o, ⧠), bei 0,5 min (o, ⦁), 1,0 min (⧠,
)und
60 min (_,
)entsprachen
den Angaben in der Darstellung. Die Analyse zeigte, dass die seHAS
und spHAS im Wesentlichen in der Größenverteilung der HA-Ketten,
die sie synthetisieren (
9), identisch sind. In ihrer
Fähigkeit
zur Erzeugung von HA ist die seHAS zwei Mal so schnell wie spHAS.
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C.1 Bakterielle Stämme und
Vektoren
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Die
Mucoid-Gruppe C Stamm D181 (Streptococcus equisimilis) wurde von
der Rockefeller University Collection erhalten. Die E. coli-Wirtsstämme Sure
und XL1-Blue MRF' wurden
von Stratagene erhalten und der Stamm Top10 F' von Invitrogen. Sofern nicht anders
angegeben, wurden Streptokokken in THY und E. coli-Stämme in LB-Medium
aufgezogen. Der pKK-223-Expressionsvektor kam von Pharmacia, PCR
2.1-Klonierungsvektor kam von Invitrogen und der vordigerierte λ Zap-Express
TM Bam H1/CIAP-Vektor kam von Stratagene.
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C. 2 Rekombinante DNA
und Klonen
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Hochmolekulare
genomische DNA von Streptococcus equisimilis, die mit Hilfe der
Methode von Caparon und Scott isoliert wurde (in der Fachwelt bekannt),
wurde teilweise mit Sau3A1 bis zu einer mittleren Größe von 2
bis 12 kb digeriert. Die digerierte DNA wurde mit Ethanol ausgefällt, gewaschen
und an den Bam HI/CIAPλ Zap-Express-Vektor
ligiert. Die ligierte DNA wurde in Phagen mit einem von der Promega
erhaltenen Extrakt PackageneTM gepackt.
Der Titer der gepackten Phagen-Genbank wurde unter Verwendung von XL1-Blue
MRF'-E. coli als
Wirt kontrolliert.
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C.3 Degenerat-PCR-Amplifikation
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Degenerierte
Oligonucleotide wurden auf der Grundlage konservativer Sequenzen
unter spHAS (Streptococcus pyrogenes), DG42 (Xenopus laevis HAS;
19) und nodC (ein Rhizobium meliloti-Knöllchenbildungsfaktor; 20) aufgebaut
und für
die PCR-Amplifikation mit D181-genomischer DNA als eine Matrize
verwendet. Die Amplifikationsbedingungen waren 34 Zyklen bei: 94°C für 1 min,
44°C für 1 min,
72°C für 1,5 min gefolgt
von einer abschließenden
Verlängerung
bei 72°C
für 10
min. Das Oligonucleotid HADRF1. 5'-GAY MGA YRT YTX ACX AAT TAY GCT ATH
GAY TTR GG-3' (SEQ
ID NO:20; Sense-Strang) entsprach der Sequenz D259RCLTNYAIDL
(SEQ ID NO:9; spHAS). Das Oligonucleotid HACTRI, 5'-ACG WGT WCC CCA
NTC XGY ATT TTT NAD XGT RCA-3' (SEQ
ID NO:21; Antisense-Strang) entsprach der Region C404TIKNTEWGTR (SEQ
ID NO:10, spHAS). Die Degeneration der Basen an bestimmten Stellen
wird durch die Nomenklatur dargestellt, die von der IUPAC in ihren
Code für
degenerierte Basen übernommen
wurden und in Tabelle IV zusammengestellt sind.
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Tabelle IV
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IUPAC Code – degenerierte
Basen
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Die
International Union for Pure and Applied Chemistry (IUPAC) hat einen
Standard für
die Einbuchstaben-Kennzeichnung degenerierter Basen aufgestellt.
Diese sind:
B=C+G+T
D=A+G+T
H=A+C+T
K=T+G
M=A+C
N=A+C+G+T
R=A+G
S=G+C
W=A+T
V=A+C+G
X=kleinere
Basen (anderswo angegeben)
Y=C+T
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Diese
zwei Oligonucleotide ergaben ein 459 bp-PCR-Produkt, das von einem
Agarosegel abgetrennt und unter Verwendung des Kits BIO-101 Geneclean
gereinigt wurde. Das Fragment wurde sodann in dem PCR2.1-Vektor
geklont, indem TOP 10 F'-Zellen
als Wirt nach den Anweisungen des Herstellers verwendet wurden.
Es wurde doppelsträngige
Plasmid-DNA von E. coli (Top 10 F') unter Verwendung des Kits QIAfilter Plasmid
Midi Kit (Qiagen) gereinigt. Zwei andere degenerierte Senseprimer
wurden ebenfalls synthetisiert: HAVAF1, 5'-GTN
GCT GCT GTW RTX CCW WSX TWT AAY GAR GA-3' (SEQ ID NO:22, entsprechend der Region
V66AAVIPSYNE (SEQ ID NO:11) von spHAS) und
HAVDF1, 5'-GTX RWT
GAY GGN WSX WSN RAX GAT GAX GC-3' (SEQ
ID NO:23, auf der Grundlage von V100DDGSSNTD
(SEQ ID NO:12) von spHAS). Zwei eindeutige Antisense-Primer wurden
auf der Grundlage der Sequenz des 459 bp-PCR-Produktes synthetisiert. Diese
waren: D181.2, 5'-GAA
GGA CTT GTT CCA GCG GT-3' (SEQ
ID NO:13) und D181.4, 5'-TGA
ATG TTC CGA CAC AGG GC-3' (SEQ
ID NO:14). Jeder der zwei degenerierten Senseprimer wurde sodann
entweder mit D181.2 oder D181.4 zum Amplifizieren von D181-genomischer
DNA verwendet und lieferte PCR-Produkte mit erwarteter Größe. Die
vier PCR-Produkte wurden geklont und unter Anwendung der gleichen
Strategie sequenziert, wie sie vorstehend ausgeführt wurde. Für jedes
PCR-Produkt wurden Sequenzen von 6 verschiedenen Klonen erhalten
und verglichen, um eine Consensus-Sequenz zu erhalten. Damit haben
wir eine 1042 bp-Sequenz mit kontinuierlicher ORF mit großer Homologie
zu spHAS erhalten.
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C.4 Screening einer Genombank
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Zum
Screenen der Genombank wurden zwei Molekularsonden verwendet, das
geklonte 459 bp PCR-Produkt und das Oligonucleotid D181.5 (5'-GCTTGATAGGTCACCAGTGTCACG-3' (SEQ ID NO:15);
deriviert von der 1042 by Sequenz). Das 459 bp-PCR-Produkt wurde
unter Verwendung des Kits zum Markieren von Random-Primer "Prime-It 11" (Stratagene) nach
den Anweisungen der Hersteller radiomarkiert. Die Oligonucleotide
wurden mit Hilfe des Kits Kinace-It Kinasing (Stratagene) unter
Verwendung von [γ32P]ATP markiert. Radiomarkierte Produkte
wurden von dem nicht markierten Material auf NucTrap-Push-Säulen (Stratagene) abgetrennt.
Die Oligoprobe hybridisierte speziell mit einem D181-genomischen
Digest auf Southern-Blots. Zum Screenen der λ Phagen-Bank wurde XLBLUE MRF' als ein Wirt (3.000
Plaque/Platte) auf Nitrocellulosemembranen verwendet, die adsorbierte
Phagen enthielten und bei 60°C
vorhybridisiert und mit 5'-Ende-markiertem
Oligonucleotid, D181.5 in einer QuikHyb-Hybridisationssäule (Stratagene)
bei 80°C
nach den Anweisungen hybridisiert.
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Die
Membranen wurden anschließend
2 Mal mit SSC-Puffer und 0,1 (Gewicht/Volumen) SDS bei Raumtemperatur
für 15
min bei 60°C
mit 0,1 × SSC-Puffer und 0,1% SDS
(Gewicht/Volumen) für
30 min gewaschen, getrocknet und sodann über Nacht bei -70°C auf dem
Bio-Max MS-Film exponiert. Die positiven Plaques wurden erneut auf
Platte gezogen und zwei Mal erneut gescreent. Die reinen positiven
Phagen wurden mit SM-Puffer gesichert. PCR auf diesen Phagen mit
Vektorprimern ergab 3 verschiedene Insertgrößen.
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PCR
mit einer Kombination von Vektorprimern und Primern von unterschiedlichen
Regionen der geklonten 1042 by Sequenz ergab, dass lediglich eines
der drei verschiedenen Phagen das komplette HAS-Gen hatte. Die Insertgröße in diesen
Phagen betrug 6,5 kb. Versuche, den Insert in die Plasmidform mit
Hilfe der Autoexzision aus dem ausgewählten Klon der Phagen schlugen
fehl. Daher wurde wiederum auf die reine positive Phagen-DNA eine
PCR-Strategie angewandt, um das 5'- und 3'-Ende des ORF zu erhalten. Die Oligonucleotidprimer
D181.3 (5'-GCCCTGTGTCGGAACATTCA-3' (SEQ ID NO:16))
und T3 (Vektorprimer) amplifizierten ein 3 kb-Produkt und Oligonucleoide
D181.5 und T7 (Vektorprimer) amplifizierten ein 2,5 kb-Produkt. Die
5'- und 3'-Endsequenzen des
ORF wurden erhalten, indem diese zwei vorgenannten Produkte sequenziert wurden.
Die Analyse sämtlicher
Sequenzen des PCR-Produktes
ermöglichten
uns die Rekonstruktion des ORF des 1254-bp-seHAS-Gens.
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C.5 Expressionsklonierung
der seHAS
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Es
wurden an den Regionen des Startcodons und Stopcodons der seHAS
Primer aufgebaut, damit diese eine EcoR1-Restriktionsstelle in dem
Sense-Oligonucleotid
(5'-AGGATCCGAATTCATGAGAACAtTAAAAACCTC-3' (SEQ ID NO:17))
und eine Pst1-Stelle in dem Antisense-Oligonucleotid (5'-AGAATTCTGCAGTTATAATAATTTTTTACGTGT-3' (SEQ ID NO:18))
enthalten. Diese Primer amplifizierten ein 1,2 kb PCR-Produkt von
der D181-genomischen DNA sowie aus dem reinen Hybridisations-positiven
Phagen. Das 1,2 kb-Produkt wurde mit Hilfe der Agarose-Gelelektrophorese
gereinigt, mit Pst1 und EcoR1 digeriert und direkt in den Pst1-
und EcoR1-digerierten pKK223-Vektor geklont. Der ligierte Vektor
wurde in E. coli-SURE-Zellen transformiert, die bei 30°C aufgezogen
wurden. Dieser Schritt war von praktischer Bedeutung, da andere
Wirtszellen oder höhere
Temperaturen zu Löschungen
des geklonten Inserts führten.
Es wurden Kolonien isoliert und deren pDNA gereinigt. Von 6 Kolonien
(bezeichnet als: a, b, c, d, e und f) hatten 5 ein Insert mit korrekter
Größe, während eines
keinen Insert hatte.
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C.6 HA-Synthaseaktivität
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Die
HA-Synthaseaktivität
wurde in Membranen assayiert, die aus den 5 vorgenannten Klonen
präpariert
wurden. Es wurden frische log-Phasenzellen mit 3.000 g geerntet,
bei 4°C
mit PBS gewaschen und Membranen mit Hilfe der Modifikation einer
Protoplast-Methode isoliert, die der Fachwelt bekannt sind. Die
Membranpräparate
von Streptococcus pyrogenes und Streptococcus equisimilis wurden
ebenfalls durch Modifikation einer anderen Protoplast-Prozedur erhalten.
Die Membranen wurden bei 37°C
in 50 mM Natrium- und Kaliumphosphat, pH 7,0, mit 20 mM MgCl2, 1 mM DTE, 120 μM UDP-GlcA und 300 μM UDP-GlcNAc
inkubiert. Der Einbau von Zucker wurde unter Verwendung von UDP-[14C]GlcA (318 mCi/mM; ICN) und/oder UDP-[3H]GlcNAc (29,2 Ci/mM NEN) überwacht.
Die Reaktionen wurden durch Zusatz von SDS zu einer Endkonzentration
von 2% (Gewicht/Volumen) abgebrochen. Das Produkt HA wurde von den
Präkursoren
mit Hilfe der absteigenden Papierchromatographie separiert und durch
Bestimmung der eingebauten Radioaktivität im Ursprung gemessen.
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C.7 Gelfiltrationsanalyse
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Die
in vitro mit Hilfe der rekombinanten seHAS oder phHAS enthaltenden
Membranen erzeugte radiomarkierte HA wurde mit Hilfe der Chromatographie
auf einer Säule
(0,9 × 40
cm) von Sephacryl S500 HR (Pharmacia Biotech Inc.) analysiert. Es
wurden Proben (0,4 ml in 200 mM NaCl, 5 mM Tris-HCl, pH 8,0, plus 0,5%
SDS) mit 200 mM, NaCl, 5 mM Tris-HCl und pH 8,0 eluiert und 0,5
ml Fraktionen auf 14C- und/oder 3H-Radioaktivität untersucht. Die Authentizität des HA-Polysaccharids
wurde durch Behandlung einer separaten identischen Probe mit der
HA-spezifischen Hyaluronatlyase von Streptomyces hyalurolyticus
(EC 4.2.2.1) bei 37°C
für 3 Stunden
bewertet. Das digerierte Gemisch wurde sodann einer Gelfiltration
unterzogen.
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C.8 SDS-PAGE und Western-Blotting
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Es
wurde nach der Methode von Laemmli eine SDS-PAGE ausgeführt. Die
Elektronentransfers auf Nitrocellulose wurden im Standard-Blotting-Puffer
mit 20% Methanol unter Verwendung einer Mini-Transblot-Vorrichtung
von Bio-Rad vorgenommen. Die Blots wurden mit 2% BSA in TBS geblockt.
Zum Nachweis wurde Protein A/G-alkalische Phosphatase als Konjugat
(Pierce) und p-Nitroblau-Tetrazolium/5-Brom-4-chlor-3-indolylphosphat-p-toluidin-Salz
verwendet.
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C.9 DNA-Sequenz und Analyse
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Es
wurden auf beiden Strängen
unter Verwendung von Fluoreszensmarkierten Vektorprimern Plasmide
sequenziert. Die Sequenzierungsreaktionen wurden unter Verwendung
eines Kits "ThermosequenaseTM" für fluoreszente,
markierte Primer (mit 7-deazaG) ausgeführt. Es wurden Proben auf einem
ALF Express-DNA-Sequenzer von Pharmacia einer Elektrophorese unterworfen
und die Daten mit Hilfe der ALF Manager Software v3.02 analysiert.
Die inneren Regionen der Inserte wurden mit internen Primern unter
Verwendung des ABI Prism 377 (Software-Version 2.1.1) sequenziert.
Uneindeutige Bereiche wurden manuell unter Verwendung von SequenaseTM-7-deaza-DNA-Polymerase, 7-deaza-GTP-Mastermischung
(USB) und [α-35S] dATP (Amersham Life Sciences) sequenziert.
Die erhaltenen Sequenzen wurden unter Verwendung von DNASIS, v2.1
(Hitachi Software Engineering Co., Ltd.) kompiliert und analysiert.
Die Nucleotid- und Aminosäuresequenzen
wurden mit anderen Sequenzen in der Genbank und anderen Datenbasen
verglichen.
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C.10 Identifikation von
seHAS
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Die
Identifikation von seHAS wurde unter Anwendung eines PCR-Vorgehens
mit Oligonucleotidprimern auf Basis mehrerer Regionen hoher Dichte
unter spHAS, DG42 (jetzt bekanntermaßen als entwicklungsregulierte
X. laevis HAS und bezeichnet als x1HAS) und NodC (eine Rhizobium β-GlcNAc-Transferase)
erreicht. Die x1HAS- und NodC-Proteine sind zu etwa 50% bzw. etwa
10% mit spHAS identisch. Diese Strategie lieferte ein 459 bp-PCR-Produkt,
dessen Sequenz zu 66,4% mit spHAS identisch war, was zeigt, dass
ein Gruppe C-Homolog
(seHAS) der Gruppe A (spHAS)-HA-Synthasegen identifiziert worden
war. Die komplette Kodierungsregion des Gens wurde sodann unter
Anwendung einer ähnlichen,
auf PCR basierenden Strategie rekonstruiert. Der fertige Satz von
PCR-Primern wurde dann verwendet, um komplettes ORF aus genomischer DNA
zu amplifizieren. Wenn dieses 1,2 kb PCR-Fragment in den Expressionsvektor
pKK223 eingebaut und in E. coli SURE-Zellen transformiert wurde,
wurde in den isolierten Membranen von 5 der 5 getesteten Kolonien HA-Syntheseaktivität nachgewiesen.
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Das
ORF des rekonstruierten Gens codiert ein neuartiges vorhergesagtes
Protein aus 417 Aminosäuren,
das sich nicht in der Datenbasis befand und das um 2 Aminosäuren kürzer ist
als spHAS. Die zwei Bakterienproteine sind zu 72% identisch und
die Nucleinsäuresequenzen
sind zu 70% identisch. Die vorhergesagte Molmasse des seHAS-Proteins
beträgt
47.778 und der vorhergesagte isoelektrische Punkt liegt bei pH 9,1. Die
drei neuerlich identifizierten Säuger-HAS's (muHAS1, muHAS2,
muHAS3, 2) sind den Bakterienproteinen ähnlich.
Die Gesamtidentität
zwischen den zwei Gruppen beträgt
etwa 28 bis 31% und darüber
hinaus sind viele der Aminosäuren
in seHAS mit denen der eukaryotischen HAS's (z.B. K/R- oder D/E-Substitutionen) konservativ.
A98R, die PBCY-1-HAS, ist zu 28 bis 33% identisch mit den Säuger-HAS
und soll, wie vorhergesagt wird, in der Lipidmembran eine ähnliche
Topologie haben.
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Innerhalb
der Säugerspezies
sind die gleichen Vertreter einer Familie zumeist vollständig identisch (z.B.
muHAS1 und huHAS1 sind zu 95% identisch; muHAS2 und huHAS2 sind
zu 98% identisch). Wie jedoch in 3 gezeigt
ist, sind sogar innerhalb der gleichen Spezies die unterschiedlichen
Vertreter der HAS-Familie stärker
divergent (z.B. muHAS1 und muHAS2 sind zu 53% identisch; muHAS1
und muHAS3 sind 57% identisch; muHAS2 und muHAS3 sind zu 71% identisch).
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10 zeigt
Hydropathie-Diagramme für
die Topologie der seHAS und der vorhergesagten Membran. Die Hydrophilie-Diagramme
für die
Streptococcen-Gruppe
C HAS wurde mit Hilfe der Methode nach Kyte und Doolittle (J. Mol.
Bio. 157, 105, 1982) unter Anwendung von DNAsis erzeugt. Von dem
Protein wird vorhergesagt, dass es ein integrales Membranprotein
ist.
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11 zeigt
ein Modell für
die topologische Organisation von seHAS in der Membran. Die vorgeschlagene
Topologie für
das Protein entspricht der "Charge-in"-Regel und setzt
die große
Zentraldomäne
nach innen. Diese Domäne
enthält
wahrscheinlich die meisten Funktionen der Substratbindung und katalytischen Funktionen
des Systems. In der zentralen Domäne sind Cys226 in
seHAS, das in allen Vertretern der HAS-Familie konservativ ist,
sowie die anderen drei Cysteine, gezeigt. Der entscheidende Rest
ist Cys281, dessen Veränderung die Größenverteilung
des durch das Enzym synthetisierten HA-Produktes dramatisch verändern kann.
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Die
für die
seHAS vorhergesagte Membran-Gesamttopologie ist identisch derjenigen
von spHAS und den eukaryotischen HAS's, soweit diese veröffentlicht wurden. Das Protein
besitzt 2 vermutliche Transmembrandomänen an dem Aminoterminus und
den 2 bis 3 membranassoziierten oder Transmembrandomänen am Carboxylende.
Die Hydropathie-Diagramme für
die zwei Streptokokkenenzyme sind nahezu identisch und veranschaulichen
die Schwierigkeit der Vorhersage der Topologie des extrem hydrophoben
Bereichs von etwa 90 Resten bei K313-R406 in seHAS (K313-K405 in spHAS).
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In
E. coli-Zellen wurde seHAS wirksam exprimiert. Ungefähr 10% des
Membran-Gesamtproteins war nach der Bewertung mit Hilfe des Anfärbens von
SDS-PAGE-Gels (5) seHAS. Das hervorstechende seHAS-Band
bei 42 kD fehlt in der Kontrollspur mit nur einem Vektor vollständig. Dieses
ungewöhnlich
hohe Maß der
Expression für
ein Membranprotein wird auch bei spHAS angetroffen, wenn man den
gleichen Vektor in SURE-Zellen verwendet. In E. coli-SURE-Zellen sind
etwa 8% des Membranproteins spHAS. Im Gegensatz dazu beträgt die Menge
von seHAS in Gruppe C-Membranen nicht mehr als 1% des Membrangesamtproteins. Die
spHAS in Gruppe A-Membranen ist kaum nachweisbar. Die in E. coli-SURE-Zellen
exprimierte rekombinante seHAS synthetisiert keine HA in vivo, da
diesen Zellen UDP-GlcA fehlt, bei der es sich um eines der erforderlichen
Substrate handelt. Membranen allerdings, denen das rekombinante
seHAS-Protein fehlt, synthetisieren HA, wenn sie mit den Substraten
UDP-GlcNAc und UDP-GlcA (12) ausgestattet
ist.
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12 zeigt die Synthese von authentischer
HA durch rekombinante seHAS. Die aus Zellen präparierten E. coli-Membranen
(69 μg),
die rekombinante seHAS oder Vektor allein enthielten, wurden für 1 Stunde bei
37°C mit
700 μM UDP-[
3H]GlcNAC (2,78 ×10
2 dpm/nM;⧠,
und
300 μM UDP-[
14C]GlcA (3,83 × 10
3 dpm/nM; o, ⦁)
in einem Endvolumen von 200 μl
entsprechend der Beschreibung hierin inkubiert. Die Enzymreaktion
wurde durch Zugabe von EDTA zu einer Endkonzentration von 25 mM
angehalten. Die Hälfte
des Reaktionsgemisches wurde mit Streptomyces-Hyaluronidase bei
37°C für 3 Stunden
ehandelt. Den mit Hyaluronidase behandelten (o, ⧠) und
unbehandelten (⦁,
Proben
wurde SDS (2%, Gewicht/Volumen) zugesetzt, die dann für 1 min bei
90°C erhitzt
wurden. Die Proben wurden mit Säulenpuffer
(5 mM Tris, 0,2 M NaCl, pH 8,0) bis 500 μl verdünnt, durch Zentrifugation geklärt und 200 μl auf eine
Sephacryl S-500-HR-Säule
gespritzt. Es wurden Fraktionen (1 ml) aufgenommen und die Radioaktivität bestimmt.
BD ist die Peak-Position der Elution von Blau-Dextran (etwa 2 × 10
6 DA; Pharmacia). V
0 kennzeichnet
das ausgeschlossene Volumen und V
i das eingeschlossene
Volumen. Das Verhältnis
von [
14C]GlcA:[
3H]GlcNAc,
das in die Gesamtmenge der HA, die auf der Säule fraktioniert wurde, eingebaut
wurde, betrug 1,4, was identisch mit dem Verhältnis der spezifischen Aktivitäten der
zwei Substrate ist. Damit betrugen die Molverhältnisse der in das Produkt
eingebauten Zucker 1:1 entsprechend der Vorhersage für authentische
HA. Die Membranen von Zellen, die mit Vektor allein transformiert
wurden, synthetisierten kein HA.
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Unter
Verwendung von 120 μM
UDP-GlcA und 300 μM
UDP-GlcNAc verlief die HA-Synthese linear mit dem Membranprotein
(bei ≤ 0,2 μg) und über mindestens
1 Stunde. Ebenfalls hatten Membranen, die aus nicht transformierten
Zellen oder aus Zellen hergestellt wurden, die mit Vektor allein
transformiert wurden, keine nachweisbare HAS-Aktivität. Die HA-Synthese
ist vernachlässigbar,
wenn Mg+2 mit EDTA komplexiert wird (< 5% der Kontrolle)
oder wenn beide der zwei Substrate weggelassen werden (etwa 2% der
Kontrolle). Rekombinante seHAS zeigte außerdem die erwartete Spezifität auf Zuckernucleotidsubstrate
und ist unfähig
entweder mit UDP-Ga1A, UDP-Glc oder UDP-GalNAc mit einem der zwei
normalen Substrate zu copolymerisieren (Tabelle II).
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Auf
der Basis der Analyse mit Hilfe der Gelfiltration betrug die mittlere
Masse der durch seHAS in isolierten Membranen synthetisierten HA
(5 bis 10) × 106 Da. Das Produkt der rekombinanten seHAS
wurde als authentische HA auf der Basis eines äquimolaren Einbaus von beiden
Zuckern und seiner Empfindlichkeit gegenüber dem Abbau durch die spezielle
Streptomyces-Hyaluronidase
(12) bewertet. Obgleich die Bedingungen
für die
Gesamt-HA-Synthese
nicht optimal waren (da etwa 90% des einen Substrats in das Produkt eingebaut
waren), erzeugte das Enzym eine breite Verteilung von HA-Kettenlängen. Die
Peak-Fraktion entspricht einer HA-Masse von 7,5 × 106 Da,
die ein Polymer ist, das näherungsweise
36.000 monomere Zucker enthält.
Die Verteilung der HA-Größen, die
auf dieser Säule
aufgelöst
wurde, lag im Bereich von (2 bis 20) × 106 Da.
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Die
deduzierte Proteinsequenz von seHAS wurde anhand der Fähigkeit
der Antikörper
zu dem spHAS-Protein zum Vernetzen mit dem Protein der Gruppe C
(8) bestätigt.
Polyklonale Antikörper
zu dem spHAS-Gesamtprotein oder nur zu der zentralen Domäne von spHAS
reagierten mit dem seHAS-Protein.
Antipeptid-Antikörper
zu dem C-Terminus von spHAS zeigte keine Kreuzreaktion mit diesem
etwas divergenten Bereich in dem seHAS-Protein. Allerdings erkannte
Antipeptid-Antikörper,
der gegen die spHAS-Sequenz E147-T161 gerichtet
ist, die gleiche vorhergesagte Sequenz in seHAS. Der Antipeptid-Antikörper reagiert
auch mit den nativen seHAS- und sp-HAS-Proteinen in Streptokokkenmembranen
und bestätigt,
dass native und rekombinante Enzyme von beiden Spezies von identischer
Größe sind.
Wie das spHAS-Protein migriert das seHAS anomal schnell auf SDS-PAGE.
Obgleich die berechnete Masse 47.778 Da beträgt ist die Mr anhand der
SDS-PAGE übereinstimmend
mit etwa 42 kDa.
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Aufgrund
der Sequenzidentität
im Inneren ihrer zentralen Domänenbereiche
und der insgesamt identischen Struktur, die für die zwei Bakterienenzyme
vorhergesagt wird, können
der peptidspezifische Antikörper gegen
die Region E147-T161 verwendet
werden, um auf HAS-Proteinexpression in Membranen zu normieren, die
aus Zellen hergestellt sind, die mit Genen für die zwei verschiedenen Enzyme
transformiert sind. Unter Anwendung dieser Vorgehensweise wurden
Membranen mit weitgehend identischen Mengen an rekombinanter spHAS
oder seHAS im Bezug auf die Anfangsgeschwindigkeit der HA-Synthese
und der Verteilung der HA-Produktgröße verglichen.
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Wie
für spHAS
gezeigt wurde, ist die Synthese von HA-Ketten durch seHAS progressiv.
Die Enzyme scheinen mit einer wachsenden HA-Kette assoziiert zu
bleiben, bis sie als ein Endprodukt freigesetzt sind. Daher ist
es möglich,
die Geschwindigkeiten der HA-Verlängerung mit Hilfe von seHAS
und spHAS durch Beobachtung der Größenverteilung von HA-Ketten
zu vergleichen, die zu frühen
Zeitpunkten während
der ersten Runde der HA-Kettensynthese erzeugt werden: Auf der Grundlage
einer Gelfiltrationsanalyse der HA-Produktgrößen zu verschiedenen Zeiten
haben wir geschätzt,
dass die mittlere Geschwindigkeit der Verlängerung durch seHAS etwa 9.000
Monosaccharide/min bei 37°C
beträgt
(9). In 5 min kann das Enzym eine HA-Kette von
(5 bis 10) × 106 Da polymerisieren. Während einer Inkubation von
60 min kann daher jedes Enzymmolekül potentiell in der Größenordnung
von 5 bis 8 solche großen
HA-Moleküle
initiieren, fertigstellen und freisetzen. Zu den frühen Zeitpunkten
(z.B. ≤ 1
min), die die Verlängerung
der ersten HA-Ketten repräsentieren,
wurde die Größenverteilung
der HA, die durch seHAS erzeugt wurde, im Vergleich zu spHAS zu
größeren Spezies
verschoben. Nach 60 min waren die zwei Verteilungen der HA-Produktgrößen nicht
unterscheidbar.
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Die
geklonte seHAS repräsentiert
die authentische Gruppe C HA-Synthase.
Die früher
veröffentlichten oder
offenbarten "Gruppe
C"-Proteine sind
daher nicht die wahre Gruppe C-HAS. Das seHAS-Protein ist homolog
zu neun gegenwärtig
bekannten HA-Synthasen von Bakterien, Vertebraten und einem Virus,
die jetzt eine rasch wachsende Familie der HA-Synthese umfassen.
Diese Homologie ist speziell in 2 gezeigt.
Bei den Säugern
sind drei Gene, bezeichnet als HAS1, HAS2 und HAS3, identifiziert
und zu den drei verschiedenen Chromosomen sowohl im Menschen als
auch in der Maus kartiert worden. Bei den Amphibien ist das einzige
HAS-Protein, das bisher identifiziert wurde, das entwicklungsregulierte
DG42, das 1988 geklont wurde und dem erst in neuerer Zeit gezeigt
wurde, dass es die HA-Synthaseaktivität codiert, und zwar mit Hilfe
der Analyse von rekombinantem Protein in Hefemembranen. Wahrscheinlich
werden alsbald weitere X. laevus-HAS-Gene identifiziert werden.
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Ein
divergentes Evolutionsmodell legt nahe, dass ein primitiver bakterieller
HAS-Präkursor
in der anfänglichen
Vertebratenentwicklung usurpiert worden ist, oder die bakteriell-pathogene
Strategie der Erzeugung einer HA-Kapsel entwickelt wurde, als ein
primitives Bakterium in einer ursprünglichen HAS gefangen wurde. Eine
konvergente Evolution bakterieller und eukaryotischer HAS-Enzyme
zu einer gemeinsamen strukturellen Lösung erscheint unwahrscheinlich,
kann es aber gegeben haben.
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Keines
der drei Säuger-Isozyme
für HAS
ist bis jetzt enzymatisch im Bezug auf deren HA-Produktgröße charakterisiert
worden. Von mindestens 10 identifizierten HAS-Proteinen ist vorhergesagt
worden, dass sie Membranproteine mit einer ähnlichen Topologie sind. Die
HA-Synthese erfolgt an der Plasmamembran und die HA wird entweder
in das Medium ausgeschüttet
oder bleibt zellassoziiert, um die Bakterienkapsel oder einen eukaryotischen,
perizellulären Überzug zu
bilden. Die Zuckernucleotidsubstrate in dem Zytoplasma werden zum
Zusammenfügen
von HA-Ketten genutzt, die durch die Membran hindurch in den äußeren Raum
gestoßen
werden.
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Die
Proteintopologie in dem stark hydrophoben Carboxylabschnitt des
HAS-Proteins scheint für
das Verständnis
wichtig zu sein, wie die Enzyme das Wachstum der HA-Kette ausdehnen,
wenn sie gleichzeitig durch die Membran gestoßen wird. So kann die beispiellose
enzymatische Aktivität
ungewöhnliche
und komplexe Wechselwirkungen des Proteins mit der Lipid-Doppelschicht
erfordern. Vorläufige
Ergebnisse auf der Basis der Analyse von spHAS-alkalischer Phosphatase-Fusionsproteine
zeigen, dass die Aminosäure-
und Carboxyl-Enden und die großen
Zentraldomänen
alle intrazellulär
sind, wie in 10 und 11 gezeigt
wird. Das seHAS-Protein enthält
außerdem
eine große
Zentraldomäne
(etwa 63% des Gesamtproteins), die die zwei Substrat-bindenden Stellen
und die zwei Glykosyltransferaseaktivitäten zu enthalten scheint, die
für die HA-Synthese
erforderlich sind. Obgleich mit den gegenwärtigen Software-Programmen
nicht zuverlässig
die Zahl oder die Beschaffenheit von membranassoziierten Domänen im Inneren
der langen, C-terminalen, hydrophoben Strecke vorhergesagt werden
können,
steht die vorgeschlagene topologische Anordnung in Übereinstimmung
mit dem gegenwärtigen
Beweis und gilt genausogut für
die eukaryotischen Enzyme, die um etwa 40% größer sind, was auf die Verlängerung
des C-terminalen Endes des Proteins mit zwei zusätzlichen vorhergesagten Transmembrandomänen zurückzuführen ist.
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Vier
der sechs Cys-Reste in spHAS sind mit seHAS konservativ. Lediglich
Cys225 ist in beiden bakteriellen Enzymen konservativ in allen Vertretern
der HAS-Familie. Da Sulfhydryl-reaktive Mittel, wie beispielsweise
p-Mercurobenzoat oder NEM die HAS-Aktivität stark hemmen, ist es wahrscheinlich,
dass diese konservative Cys für
die Enzymaktivität
erforderlich oder von Bedeutung ist. Erste Ergebnisse von Untersuchungen der
ortsspezifischen Mutagenese zeigen jedoch, dass ein C225S-Mutant
von spHAS nicht inaktiv ist, es bewahrt 5 bis 10% von der Wildtyp-Aktivität.
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Die
Erkennung von Nucleinsäuresequenzen,
die lediglich seHAS, lediglich spHAS oder sowohl seHAS als auch
spHAS unter Verwendung spezifischer Oligonucleotide codieren, ist
in 13 gezeigt. Auf der Basis von SEQ ID NO:1 und
der Codierungssequenz spHAS wurden drei Paare von Sense/Antisense-Oligonucleotiden
aufgebaut. Die auf seHAS basierenden Nucleinsäuresegmente (se1-se2 und sesp1-sesp2)
sind in 14 gezeigt. Diese drei Oligonucleotidpaare
wurden unter typischen PCR-Reaktionen mit genomischer DNA entweder
aus der Gruppe C (seHAS) (Spuren 2, 4 und 6) oder Gruppe A (spHAS)
(Spuren 3, 5 und 7)-Streptokokken hybridisiert. Die Spuren 1 und
8 zeigen die Stellen von MW-Standards in kb (Kilobasen). Die PCR-Reaktionen
wurden unter Verwendung von Taq DNA-Polymerase (von Promega) für 25 Zyklen
wie folgt ausgeführt:
94°C für 1 min,
um eine DNA-Denaturierung zu erreichen; 48°C (42°C für die kleineren gemeinsamen
se-sp-Primer) für
1 min, um eine Hybridisierung zu ermöglichen; und 72°C für 1,5 min
für die
DNA-Synthese. Die PCR-Reaktionsmischungen wurden sodann mit Hilfe
der Elektrophorese auf einem 1%-Agarosegel separiert.
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Das
se1-se2-Primerpaar wurde so konzipiert, dass es eindeutig spezifisch
auf die Gruppe C-HAS (seHAS) ist. Das sp1-sp2-Primerpaar wurde so
konzipiert, dass es eindeutig spezifisch auf die Gruppe A-HAS (spHAS)
ist. Das sesp1-sesp2-Primerpaar
wurde so konzipiert, dass es sowohl die Gruppe A- als auch Gruppe C-HAS-Nucleinsäuresequenzen
hybridisiert. Alle drei Primerpaare verhielten sich wie erwartet,
was die entsprechende Fähigkeit
zum Kreuzhybridisieren und zum Stützen der Generation der PCR-Produkte
zeigt, die spezifisch und/oder eindeutig waren.
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Die
für die
spezifische PCR oder Hybridisierung verwendeten Oligonucleotide
sind in 14 gezeigt. Die synthetischen
Oligonucleotide von SEQ ID NOS:3, 4, 5 und 6 sind in den entsprechenden
Regionen der SEQ ID NO:1 angegeben. Diese Regionen sind in Fettdruck
bzw. markiert als die Primer se1, se2, sesp1 und sesp2 ausgeführt. Das
#1 zeigt Primer in der Sense-Richtung, während das #2 einen Primer in
der Antisense-Richtung zeigt. Jedes der vier Oligonucleotide wird
spezifisch mit der seHAS-Sequenz hybridisiert und die entsprechenden
Paare von Sense/Antisense-Primern sind zur Verwendung in der Polymerase-Kettenreaktion entsprechend
der Darstellung in 13 geeignet.
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7 zeigt
eine Gelfiltrationsanalyse von Hyaluronsäure, die durch rekombinante
HAS synthetisiert wird, die in Hefemembranen exprimiert ist. Es
wurde ein DNA-Fragment, das das Translationsraster von 419 Aminosäure-Resten entsprechend
der spHAS codiert (mit dem ursprünglichen
Val-Codon umgeschaltet zu Met) mit Hilfe von Standardmethoden in
dem pYES2-Hefeexpressionsvektor (von Invitrogen) unter Erzeugung von
pYES/HA subkloniert. Membranen aus Zellen mit diesem Konstrukt wurden
durch Bewegung mit Glasperlen hergestellt. Die von pYES/HA-Konstrukten
abgeleiteten Proben enthielten erhebliche HA-Synthaseaktivität und es
wurde das "42 kDa"-HAS-Protein mit
Hilfe der Westernanalyse unter Verwendung spezifischer Antikörper nachgewiesen;
wobei Membranen von Zellen mit Vektor allein weder über Aktivität verfügten noch über das
immunreaktive Band (nicht gezeigt). Es wurden zuerst Membranen (315 μg Protein)
mit trägerfreiem UDP-[14C]GlcA (1 μCi14C)
und 900 μM
unmarkierter UDP-GlcNAc in 50 mM Tris, pH 7,20 mM MgCl2,
1 mM DTT und 0,05 M NaCl (450 μl
Reaktionsvolumen) bei 30°C
für 1,5
min inkubiert. Nach dieser Impuls-Markierungsperiode wurde sodann
nicht radiomarkiertes UDP-GlcA zu Endkonzentrationen von 900 μM zugegeben.
Nach einer Impulsdauer von 1,5 min (dunkler Kreis) wurden Proben
(100 μl)
und nach 15 min (schwarzes Quadrat) sowie 45 min (schwarzes Dreieck)
nach dem "Chase" genommen. Die Reaktionen
wurden durch den Zusatz von SDS bis 2% und Erhitzen bei 95°C für 1 min
abgebrochen. Die Proben wurden mit Hilfe der Zentrifugation (10.000
g, 5 min) vor dem Aufspritzen der Hälfte der Probe auf die Sephacryl
S-500HR-Gelfiltrationssäule (Pharmacia,
1 × 50
cm), equilibriert mit 0,2 M NaCl, 5 mM Tris, pH 8, geklärt.
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Die
Säule wurde
mit 0,5 ml/min eluiert und die Radioaktivität in den Fraktionen (1 ml)
quantitativ mit Hilfe der Flüssigszintillationszählung nach
Zusatz eines BioSafell-Cocktails (4,5 ml, Research Products Intl.) gemessen.
Das Hohlvolumen und das eingeschlossene Gesamtvolumen betrugen bei
den Elutionsvolumina 14 ml bzw. 35,5 ml. Das Peak von Blau-Dextran
(mittel 2 × 106 Da) eluierte bei 25 bis 27 ml. Die rekombinante HAS,
die in den eukaryotischen Hefezellen exprimiert war, erzeugte hochmolekulare
Hyaluronsäure
in vitro.
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Damit
sollte offensichtlich sein, dass gemäß der vorliegenden Erfindung
ein gereinigtes Nucleinsäuresegment
gewährt
wird, das über
eine Codierungssequenz verfügt,
die enzymatisch aktive HAS codiert; das Verfahren zum Erzeugen von
Hyaluronsäure
aus dem seHAS-Gen gewährt
wird sowie die Verwendung von Hyaluronsäure, die aus durch das seHAS-Gen
codierter HAS erzeugt wird, die den Aufgaben und Vorteilen, wie
sie vorstehend ausgeführt
wurden, voll genügen.
Obgleich die Erfindung in Verbindung mit speziellen Ausführungsformen
davon beschrieben worden ist, gilt als selbstverständlich,
dass zahlreiche Alternativen, Modifikationen und Variationen für den Fachmann
auf dem Gebiet offensichtlich sind. Dementsprechend sollen alle diese
Alternativen, Modifikationen und Variationen als einbezogen gelten,
die in den breiten Schutzbereich der beigefügten Ansprüche fallen.
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